Micrografías para clases prácticas de Biología Celular

2A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina (imagen superior).

Técnica de preparación de la muestra mediante criofractura.

Se observan uniones típicas comunicantes o gap. En la sección delgada, las membranas de la unidad trilaminar están separadas por un espacio intermedio muy estrecho (2nm). Hay una sugerencia de densidades periódicas en el espacio intermedio correspondiente a las conexiones de la unión, pero estas son evidentes solo en secciones muy delgadas fuertemente teñidas. En preparaciones de criofractura de uniones gap, la hemimembrana dirigida hacia afuera (cara P) muestra una agregación de partículas intramembrana globulares de 8nm. La cercanía y el patrón de su embalaje depende, hasta cierto punto, de la rapidez de la fijación y la congelación. Las partículas de unión son de tamaño muy uniforme, mientras que otras partículas intramembranales distribuidas aleatoriamente en la cara P tienen dimensiones más variables. En la hemimembrana externa dirigida hacia adentro (cara E), no mostrada aquí, el área de unión exhibe un patrón de fosas poco profundas complementarias al patrón de partículas vistas en la cara P. En las réplicas de la cara P examinadas a gran aumento, a veces se puede ver una pequeña mancha de luz en el centro de cada subunidad globular de la unión (en las flechas). Esto representa el poro o canal que atraviesa cada conexión.

Figure 93. Gap junction from the saccular macula of a goldfish. (Micrograph courtesy of Kiyoshi Hama.)

Figure 94. Freeze-fracture preparation of a gap junction from a granulosa cell at the rat ovary. (Micrograph courtesy of David Albertini.)

Figure 95. Freeze-fracture replica of a gap junction from the saccular macula of the goldfish. (Micrograph courtesy of Kiyoshi Hama.)

2B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra mediante criofractura.

Cuando se examina la región de unión de las células epiteliales en las preparaciones de criofractura, la zonula occludens aparece como una red de crestas en la cara P de la membrana o un patrón correspondiente de surcos en la cara E. Las crestas que se ven en las réplicas se describen de diversas formas como varillas o hebras y se interpretan como matrices lineales de partículas proteicas integrales dentro de las membranas. Algunos de los elementos lineales que forman estos patrones en las membranas opuestas están en registro y están firmemente unidos entre sí. Estos elementos de unión adherentes corresponden a los sitios de fusión de membranas observados en secciones delgadas de zonula occludens. La importancia fisiológica de esta especialización de unión reside en el hecho de que sella la hendidura intercelular y constituye una barrera de permeabilidad que limita la difusión a través del epitelio a través de una ruta paracelular.

Figure 62. Replica of an occluding junction from the large intestine of a tadpole.

Figure 63. Replica of an occluding junction from intestine of a postmetamorphic toad. (Both figures from B. Hull and A. Staehelin, J. Cell Biol. 68.688-704, 1976.)

2C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

La estructura de los desmosomas es notablemente similar en una amplia gama de especies animales. Las diferencias que existen probablemente involucran el contenido del espacio intermedio entre las dos mitades del desmosoma. Las variaciones de una especie a otra y de un tejido a otro en la susceptibilidad de los desmosomas a la quelación y la digestión enzimática sugieren que puede haber diferencias bioquímicas significativas que no siempre se reflejan en su ultraestructura. Sin embargo, en algunos invertebrados, las dimensiones y el patrón de tinción de la porción extracelular de los desmosomas son claramente diferentes de los que comúnmente se observan en los vertebrados. El espacio intermedio entre hemidesmosomas puede ser el doble del ancho habitual.

Figure 89. Glial cells in the nerve cord of the annelid worm, Aphrodite aculeata.

2D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina (imagen superior).

Técnica de preparación de la muestra mediante criofractura.

Comparación de una sección delgada de un desmosoma típico con un campo similar al que se observa en una criofractura. Asociado con las elevaciones agrupadas interpretadas como tonofilamentos rotos, se encuentran elementos más pequeños que pueden representar los filamentos de enlace postulados que se cree que están entrelazados con bucles de tonofilamentos. En la réplica que se muestra en la figura inferior, la membrana de una célula epidérmica se ha escindido. Se observan cuatro desmosomas en la cara E expuesta. A diferencia de las familiares partículas intramembrana globulares de las uniones gap, las elevaciones de forma irregular vistas en las criofracturas de la membrana en los desmosomas se interpretan como fragmentos de filamentos finos que se han roto en longitudes más o menos largas y han asumido orientaciones variables.

Figure 90. Section of a cell boundary in the ciliary epithelium of the eye. (Micrograph courtesy of Giuseppina Raviola.)

Figure 91. Replica of a cross fracture across the boundary between two ciliary epithelial cells. (Micrograph courtesy of Giuseppina Raviola.)

Figure 92. Replica of a portion of the plasma membrane of an epidermal cell from newborn mouse. (Micrograph courtesy of Peter Elias and Daniel Friend.)

3A- Microscopía electrónica de barrido.

Epitelio de oviducto humano hacia la mitad del ciclo menstrual.

Las diferencias en el tamaño y la forma de los cilios y las microvellosidades se ilustran bien al explorar las micrografías de la superficie lumenal del epitelio que recubre el oviducto de los mamíferos. Los mechones de cilios asociados con células ciliadas individuales proyectan varias micras por encima de los vértices convexos de células no ciliadas cubiertas con microvellosidades cortas. El número de células ciliadas en este epitelio está bajo control hormonal por los estrógenos.

Figure 316. Scanning micrograph of the epithelium of the human oviduct, at mid cycle. (Micrograph from Gaddum-Rosse, Blandau and Tiersch, Am. J. Anat. 138:269-275, 1973.)

3B- Microscopía electrónica de barrido.

Células Hela en Cultivo.

En la micrografía adjunta, se ve que las superficies libres de las células HeLa están cubiertas por un gran número de microvellosidades largas y delgadas que escapan a la detección mediante microscopía óptica y que parecen cortas y relativamente escasas en micrografías de secciones delgadas. Estos son altamente sensibles al estado nutricional de las células y varían en abundancia en las diferentes fases del ciclo celular.

Figure 31. Scanning micrograph of HeLa cells in culture. (Micrograph courtesy of Keith Porter.)

3C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Epitelio intestinal de gato.

El glicocalix está excepcionalmente bien desarrollado en el borde en cepillo de las células de absorción intestinal. Cada microvellos posee un penacho de finos filamentos ramificados. Los de las microvellosidades vecinas se entremezclan para formar una estera continua sobre las vellosidades del borde del cepillo. Filamentos similares se encuentran en los lados de las microvellosidades, pero estos son solo una fracción de la longitud de los que están en la punta. Esta capa superficial actúa como una barrera para la penetración de partículas grandes al tiempo que permite que los lípidos emulsionados, las partículas coloidales y las sustancias en solución pasen libremente a través de sus mallas y hacia las hendiduras intervellosas. Es resistente a una variedad de agentes mucolíticos proteolíticos y potentes. La orientación radial predominante de los filamentos y su continuidad con la lámina exterior densa de la membrana subyacente indica que son una parte integral de la superficie de la célula y no simplemente una capa adherente de moco. La base morfológica de esta interpretación es más evidente en las micrografías de mayor aumento que siguen.

Figure 16. Intestinal epithelium of cat. (Micrograph courtesy of Susumu  Ito.)

3D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Microvellosidades de células de absorción de epitelio intestinal.

A gran aumento, los filamentos del glicocalix tienen un espesor de 2.5 a 5nm y pueden extenderse de 0.1 a 0.5um más allá de las puntas de las microvellosidades. Se ramifican repetidamente y en general son algo más gruesos en los sitios de bifurcación. En su base, parecen ser continuas con la valva externa de la membrana subyacente. Esto es especialmente evidente en las flechas en la figura superior. Los filamentos que se irradian desde las microvellosidades adyacentes se entremezclan para formar una malla más o menos continua como se muestra en la figura inferior. Esta apariencia se debe a la superposición de las imágenes de los filamentos más que a la anastomosis real.

Figures 17 and 18. microvilli on the intestinal absorptive cells of the bat, Myotis Iiicif//g/s. (Micrographs courtesy of Susumu Ito.) The upper figure reproduced from Fawcett, D. W., J. Histochem. Cytochem.

4B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Borde en cepillo del epitelio intestinal, decorado y no decorado con meromiosina pesada. En la micrografía superior se observa la densificación terminal teñida fuertemente. A mayor aumento también se observan, a lo largo del paquete filamentoso, pequeños puentes laterales (cada 33nm) anclados a la membrana. Los filamentos de actina se extiendes hacia el citoplasma, donde se ven filamentos pertenecientes a la red terminal.

La polaridad de los filamentos de actina es puesta en evidencia gracias a los fragmentos de meromiosina pesada. El patrón en forma de punta de flecha es constante en todas las microvellosidades, indicando una polaridad dirigida de forma opuesta a la membrana.

Figure 44 8 A an d B. Elect ron micrograph of isol ated bru sh bo rde r from chicke n int estin e. (From Moosek er and Tiln ey,]. Cell BioI. 67:725, 1975.)

Figure 449A and B. Isolated bru sh border from chicke n, decorated with heavy meromyosin and fixed in the presen ce of tanni c acid. (From Begg, Rodewald and Rehbun,]. Ce ll BioI. 79:846, 1978 .)

4C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Microvellosidades del ribete en cepillo del epitelio intestinal de gato.

Se muestran secciones longitudinales y transversales del borde en cepillo, poniendo en evidencia los filamentos de actina que forman la parte central de cada microvellosidad. Hacia la punta de la microvellosidad la relación de los filamentos se ve oscurecida por una capa de material amorfo electrón-denso asociado con la zona interna de la membrana citoplasmática.

Fi gures 44 6 and 447. Micro villi of the bru sh bo rde r of car inrestina l epithelium. (Micrographs courtesy of Susumu Ito. )

5A- Microscopía electrónica de barrido. 

Espermatozoides de conejo sobre endometrio uterino.

 Figure 328 . Scan ning electron micrograph of rab bit spermatozoa on the e ndome trium of the ute rus. (Micrograph courtesy of David Philli ps.)

5B- Microscopía electrónica de barrido.

Epitelio de oviducto humano hacia la mitad del ciclo menstrual.

Las diferencias en el tamaño y la forma de los cilios y las microvellosidades se ilustran bien al explorar las micrografías de la superficie lumenal del epitelio que recubre el oviducto de los mamíferos. Los mechones de cilios asociados con células ciliadas individuales proyectan varias micras por encima de los ápices convexos de células no ciliadas cubiertas con microvellosidades cortas. El número de células ciliadas en este epitelio está bajo control hormonal por los estrógenos.

Figure 316. Scanning micrograph of the epithelium of the human oviduct, at mid cycle. (Micrograph from Gaddum-Rosse, Blandau and Tiersch, Am. J. Anat. 138:269-275, 1973.)

5C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

En la ciliogénesis, los centriolos únicos recién formados, que sirven como cuerpos basales, están dispuestos en filas y orientados perpendicularmente a la superficie de la célula. El extremo adyacente a la membrana funciona como un sitio de nucleación para la proteína microtúbulo que se polimeriza en las subunidades a y b de los tripletes para formar los nueve microtúbulos del axonema. Los centriolos llegan al ápice de la célula en diferentes momentos y la polimerización de la tubulina evidentemente comienza tan pronto como el extremo del orgánulo se yuxtapone a la membrana.

Por lo tanto, en la micrografía adjunta se observan cuatro cilios en desarrollo en etapas sucesivas de crecimiento. Los flagelos generalmente surgen de un miembro de un par de centríolos colocados en ángulos rectos. El axonema crece desde el que está perpendicular a la membrana. La figura inferior muestra las primeras etapas en la formación de un flagelo de esperma. Las diferentes longitudes de los centriolos distales ilustrados se pueden atribuir al hecho de que las micrografías no son todas de la misma especie. En un ejemplo (B), el segundo centríolo está fuera del plano de sección. En el desarrollo de la cola espermática, los centriolos participan en la organización de otros componentes además del axonema. En la etapa más avanzada que se muestra (D), ambos centriolos se seccionan longitudinalmente. La delgada línea sobre el centríolo proximal (*) es el anlage del capitulum que luego se articulará con la fosa de implantación del núcleo espermático. Las densidades periódicas en el soporte (**) representan una etapa temprana en el ensamblaje de las columnas con estrías cruzadas de la pieza de conexión. El complemento ha comenzado a desarrollarse en el otro extremo del centríolo proximal (en la flecha). Los centriolos parecen estar involucrados en la organización de cuatro estructuras distintas: axonema, capitulum, adjunto centriolar y pieza de conexión.

Figure 311. Ciliated cell of the mammalian oviduct (Micrograph courtesy of Everett Anderson.)

                                                                                    Figure 312. Successive stages of flagellum formation in spermatids.

6A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Célula caliciforme de mucosa gástrica de rata.

Hay muchos tipos de células ultraestructuralmente distintas en los tractos respiratorio, gastrointestinal y reproductivo que producen una secreción viscosa llamada moco. Los principales componentes del moco responsable de sus propiedades fisicoquímicas son las glicoproteínas de muy alto peso molecular. Estos consisten en cadenas polipeptídicas extendidas con unidades oligosacáridas que se proyectan desde ellas, y el carbohidrato representa más de la mitad del peso molecular. Las glicosiltransferasas responsables de conjugar los residuos de azúcar con el núcleo de proteína residen principalmente en el complejo de Golgi. Por lo tanto, este orgánulo tiene un papel sintético importante en la vía secretora. Se identifican diversas categorías de glucoproteína histoquímicamente: glicoproteínas neutras, ácidas, sialadas y sulfatadas. Estos pueden estar presentes en proporciones variables en las diferentes células secretoras de moco del cuerpo. Por lo tanto, no es sorprendente que la apariencia ultraestructural de los gránulos secretores de las células mucosas varíe considerablemente. Algunos son tan densos como los de las células zimogénicas, otros son electrónicos luminosos. Algunos son homogéneos, otros muestran una variedad de patrones de estructura interna. Las células mucosas superficiales de la mucosa gástrica en algunas especies tienen gránulos secretores con un núcleo denso rodeado por una amplia zona de menor densidad. No se sabe si los gránulos son bioquímicamente heterogéneos o si la disparidad en la densidad refleja una diferencia en el estado físico de un componente único. El grado de deformación mutua de los gránulos compactados y la posición variable del núcleo denso sugieren que pueden consistir en un gránulo sólido suspendido en una matriz semisólida o fluida.

Figure 384. Surface mucous cells from gastric mucosa of rat. (Micrograph co urtesy o f Susurnu ItO.)

6B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Túbulo contorneado distal de riñón de cobayo.

En epitelios comprometidos en el transporte activo de iones, numerosas mitocondrias en la base celular se alojan en compartimentos estrechos o procesos interdigitales de células vecinas de tal modo que las mitocondrias se ponen en relación muy estrecha con una gran área de la superficie celular. La micrografía incluye una sección vertical de la base del epitelio del túbulo contorneado distal en el riñón y una sección del capilar peritubular subyacente.

Figure 258. Distal convoluted tubules of guinea pig kidney. (Micrograph courtesy of Atsushi Ichikawa.)

6C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Porción de dos células hepáticas y canalículo biliar de hígado de rata.

Esta micrografía de hígado de rata muestra dos pilas de cisternas de Golgi en las proximidades de un canalículo biliar. Las pequeñas vacuolas en la cara secretora de ambas contienen múltiples partículas de lipoproteínas de muy baja densidad (en las flechas). Este producto secretor no requiere concentración en el aparato de Golgi, pero el empaquetamiento en la membrana de origen de Golgi puede ser esencial para su liberación por exocitosis.

Figure 209. Portions oof two hepatic cells and the intervening bile canaliculus from rat liver. (Micrograph courtesy of Robert Bolender.)

7A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Célula plasmática de medula ósea de cobayo.

La célula plasmática que se muestra aquí participa activamente en la síntesis de inmunoglobulina y por lo tanto, tiene un extenso retículo endoplásmico rugoso. El producto se acumula en la luz del retículo donde aparece como un precipitado gris de proteína. A diferencia de las células glandulares, el producto no se concentra en el complejo de Golgi en gránulos secretores.

Figure 175. Plasma cell from guinea pig bone marrow.

7B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Gránulos secretorios de una célula cebada de tejido conectivo de rata.

La secreción se ha estudiado más a fondo en células de epitelio glandular. En tales células, la secreción se polariza hacia la superficie lumenal, y la liberación del producto ocurre solo en esta región limitada de la superficie celular. Varias células errantes de la sangre y el tejido conectivo también son secretorias. Sus gránulos secretores no se concentran hacia un polo de la célula, sino que se distribuyen por todo el citoplasma y pueden descargarse en cualquier parte de la superficie de la célula. El mastocito que se muestra aquí es un ejemplo. Una variedad de agentes inducen la liberación de sus gránulos que contienen histamina y heparina. La membrana de los gránulos puede interactuar con cualquier parte de la membrana celular para establecer una abertura a través de la cual escapan los contenidos de los gránulos.

Figure 39 1. Secrerory granules of a mast cell from rat connec tive tissue.

7C- Microscopía electrónica de barrido.

Célula 3T3 en cultivo (línea celular derivada de fibroblastos).

Con la microscopía de barrido se pueden ver las diferenciaciones de la superficie de la célula involucradas en la pinocitosis. En los extremos de tres de los procesos de esta célula, hay membranas onduladas conspicuas o volantes. El resto de la superficie de la célula es lisa o tiene microvellosidades dispersas de longitud variable.

Figure 48. Scanning micrograph of 3T3 cell in culture. (Micrograph courtesy of Susan Brown.)

7D- Microscopía electrónica de barrido.

Células de exudado peritoneal de ratón.

Topología de la superficie de células libres de la cavidad peritoneal. El patrón característico de los procesos superficiales permite identificar los tipos celulares. Se observa un macrófago y dos linfocitos.

Figure 35. Cells of mouse peritoneal exudate exposed to lo2 M sodium azide for 22 minutes at 22' C. (Micrograph courtesy of Emma Shelton.)

11A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Aquí se muestra un sarcómero longitudinal de dos miofibrillas adyacentes. Se ve que la banda A está compuesta de un conjunto de filamentos de miosina paralelos de 10 a 11 nm de espesor y aproximadamente 1,5 μm de longitud. La banda I de luz consiste en filamentos de actina de aproximadamente 6 nm de espesor que se extienden en cualquier dirección desde la línea central Z. Los filamentos de actina no están confinados a la banda I, sino que penetran una cierta distancia en la banda A, ocupándose de los espacios intermedios entre los filamentos de miosina. El parentesis marcado con X indica la región de superposición de los dos conjuntos de filamentos de interdigitación. El parentesis marcado con Y indica la región central de la banda A, donde hay filamentos de miosina. Esta región corresponde a la banda H de Microscopía de campo claro.

Figure 428. Papillar y muscle of cat heart .

11B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

El glucógeno es una fuente de energía importante para el músculo cardíaco. En este tejido, no se agrega para formar las partículas alfa, sino que se produce como partículas individuales distribuidas a lo largo del sarcoplasma en asociación con las mitocondrias y el retículo sarcoplásmico. Algunas partículas también se producen dentro del material contráctil, con mayor frecuencia entre los filamentos de actina en la banda l. Pero también pueden estar alineados en filas cortas en los intersticios entre los filamentos de miosina en la banda H. No se encuentran en la región de interdigitación de filamentos de actina y miosina.

Figure 3 5 1. Glycoge n in ve nt ricular papillary mu scle of cat hear t.

11C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de de preparación de la muestra de criograbado profundo.

Región de interdigitación de los filamentos de actina y miosina al final de la banda A. Los puentes cruzados entre los filamentos de miosina y de actina son claramente visibles. Se puede ver una fina periodicidad axial en los filamentos de actina de la banda I a la izquierda de la figura.

Figure 429. Skelet al muscle pre pared by qu ick freezing and deep e tching. (Micro graph co urtesy ofJ oh n Heuse r.)

11D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Los cortes transversales a través de la banda A del músculo de insectos voladores muestran una retícula de filamentos notablemente regular. Los filamentos gruesos están dispuestos hexagonalmente y cada uno está rodeado por seis filamentos delgados. En el músculo de insecto, los filamentos de actina están en línea con las filas de filamentos de miosina en todos los ejes. En el músculo de mamífero, están situados en las posiciones trigonales de la red cristalina, de modo que cada uno se comparte con tres filamentos gruesos equidistantes.

Fig ur e 43 1. Asynchron ou s flight muscle of a fly, Bombylius major. (Micrograph courtesy of J. Auber , Am. Zoo!' 7:451- 456, 1967.)

12A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

El estudio de la disposición del retículo sarcoplásmico y el sistema de invaginaciones tubulares asociadas del sarcolema se ha visto facilitado por el desarrollo de un método para su tinción selectiva. Después de la fijación en una solución de glutaraldehído que contiene calcio, la fijación posterior en solución de osmio-ferrocianuro da como resultado la tinción de los túbulos T y sarcotubulos del retículo (Forbes et al., 1977). Los segmentos de los túbulos T incluidos en la sección están profundamente teñidos, mientras que las cisternas terminales adyacentes y los sarcotúbulos longitudinales están menos intensamente teñidos. Las tríadas están en las uniones A-I. La continuidad del retículo sobre la banda I está oscurecida por las mitocondrias situadas preferentemente a ambos lados de la línea Z.

Figure 195. Micrograph of the tibialis anterior of the mouse. (Micrograph courtesy of Michael Forbes.)

12B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

La organización del retículo sarcoplásmico es algo más simple en anfibios que en los músculos de mamíferos. La micrografía que acompaña al músculo sartorius de la rana ilustra bien las diferenciaciones del sistema en relación con un solo sarcómero. En la franja vertical, en el centro de la figura, se ven los componentes del retículo incluidos en la delgada capa de sarcoplasma entre dos miofibrillas. En el lado izquierdo, la sección pasa a través de una miofibrilla, por referencia a la cual las especializaciones del retículo se pueden relacionar con bandas específicas. La miofibrilla de la derecha está ligeramente fuera de registro por razones técnicas. Las tríadas del retículo en la parte superior e inferior de la figura se ven opuestas a las líneas Z. Sobre el medio de la banda A, numerosas anastomosis laterales entre sarcotubulos longitudinales forman un collar fenestrado alrededor del medio del sarcómero. El retículo sale del plano de la sección delgada en cualquiera de los extremos de la banda A, de modo que no se muestra la continuidad de los sarcotubulos con las cisternas terminales. Los gránulos densos son partículas de glucógeno en el sarcoplasma entre los túbulos del retículo.

Figure 191. A thin section of frog sartorius. (Micrograph courtesy of Lee Peachey.)

12C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra mediante criograbado profundo.

Los miofilamentos están expuestos en la parte superior derecha. El sarcolema sigue un curso oblícuo ondulante a través de la figura. Adyacente a él está la estrecha red de filamentos finos que constituyen la lámina basal, o lámina externa. En la parte inferior izquierda hay numerosas fibrillas de colágeno del tejido conectivo circundante.

Figure 30. Quick-frozen deep-etched muscle fiber and adjacent extracellular components. (Micrograph courtesy of John

13A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

La micrografía de baja potencia que la acompaña muestra una unión paso a paso de dos células cardíacas. Los segmentos transversales del límite celular, que corresponden a los discos intercalados de microscopía óptica, están elaboradamente interdigitados y el citoplasma adyacente contiene una matriz densa alrededor de las terminaciones de las miofibrillas. Los límites de las células laterales orientadas longitudinalmente son rectos y exhiben uniones gap extensas (en las estrellas).

Figure 106. Papillary muscle of cat heart.

13B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Las uniones gap del músculo cardíaco se ven con mayor ventaja en las secciones transversales. El espacio intercelular se estrecha desde el habitual de 25 a 30 nm a aproximadamente 2 nm. A menudo se puede ver una estructura periódica regular en el interespacio de unión, que representa el pilar de extremo a extremo de los conectadores. En ocasiones se encuentran uniones gap muy pequeñas en los discos intercalados, pero en general los segmentos transversales de la superficie celular están especializados para la adhesión y transmisión de fuerza desde los miofilamentos de una célula a los de la siguiente a lo largo de la longitud de las fibras. En su mayor parte, las uniones comunicantes responsables de la propagación de la onda de despolarización a lo largo del miocardio se ubican en los segmentos orientados longitudinalmente del límite de la célula. Los desmosomas también se encuentran en las superficies laterales de las células del músculo cardíaco, a menudo cerca de las uniones gap, como en los ejemplos que se muestran en la página siguiente.

Figures 107 and 108. Gap junctions in papillary muscle from cat heart.

13C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

La intimidad de la asociación de las mitocondrias con los elementos contráctiles del músculo está bien ilustrada en secciones transversales, como la de la micrografía en la página opuesta. Los límites de miofibrillas están mal definidos en el músculo cardíaco. Las mitocondrias están uniformemente distribuidas en un campo más o menos continuo de miofilamentos. La distancia de difusión para ATP se minimiza de este modo.

Figure 259. Right ventricular papillary muscle of cat heart.

18A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

En las células interfásicas, los microtúbulos irradian comúnmente desde el centrosoma. En células en fase M los microtubulos del huso mitótico convergen hacia un par de centriolos en cada polo de la división. La micrografía muestra microtubulos irradiando de un centriolo en una celula en división. Tales imágenes hicieron suponer que los centriolos actuaban como centros de nucleamiento para el ensamblado de microtubulos. Sin embargo estudios detallados de esta región sugieren que los microtubulos no contactan con los centriolos, sino que finalizan en el material pericentriolar y se asocian a menudo como pequeños cuerpos densos denominados satélites centriolares (flechas).

Figures 307 and 308. Centriole regions irradiated with a laser microbeam without acridine orange sensitization. (Micrographs from Berns et al., J. Cell Biol. 72:351-367, 1977.)

18B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de sombreado rotativo.

La sección transversal de un centríolo teñido con ácido tánico en la figura inferior muestra los protofilamentos de los tripletes en una imagen negativa. Al igual que otros microtúbulos, la pared de la subunidad a tiene 13 protofilamentos de tubulina, mientras que b y c tienen 10. La estructura del núcleo y los radios radiantes se ilustran con una claridad inusual.

Figure 306. Centriole fixed in glutaraldehyde and tannic acid. (Micrograph courtesy of Vitauts Kalnins.)

18C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

La figura ilustra el carácter especial del citoplasma pericentriolar que a menudo contiene numerosos satélites. Los microtúbulos etiquetados terminan en uno de los satélites.

Figure 310. Centrosomal region of an ascites tumor cell. (Micrograph from Guy de The, J. Cell Biol. 23:265-275, 1964.)

18D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

La sección transversal, la pared cilíndrica del centríolo está formada por nueve tripletes de microtúbulos orientados longitudinalmente. Un material denso ocupa los intersticios entre los tripletes. Cada triplete está en un ángulo constante de aproximadamente 40 grados con respecto a su respectiva tangente. El microtúbulo más interno de cada triplete tiene una sección transversal circular y se designa subunidad a y los otros dos b y c. Los dos últimos comparten cada uno un segmento de la pared del microtúbulo adyacente y, por lo tanto, tienen un perfil en forma de C en lugar de una sección transversal circular. La subunidad a tiene dos pequeñas proyecciones divergentes que se asemejan a los brazos en los dobletes del axonema ciliar. Uno de estos se dirige hacia adentro a lo largo de un radio y parece tener un extremo libre apuntando hacia el centro del centríolo. La otra proyección se conecta con la subunidad c del siguiente triplete.

Figure 303. Centriole. (Micrograph courtesy of Susumu Ito.)

                                                                                                                    Figure 304. Centriole from embryonic chick pancreas. (Micrograph courtesy of Jean Andre.)

20A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Las neuronas deben mantener terminales sinápticos que a menudo se encuentran a grandes distancias del cuerpo de la célula. La transmisión del citoplasma, que es particularmente notable tanto en el pericarión como a lo largo del axón, probablemente sea esencial para resolver los problemas logísticos inherentes a un extenso sistema de ramas axónicas. Un lento flujo masivo de axoplasma y un transporte más rápido de sustancias específicas están bien documentados. En la gran dendrita de la micrografía adjunta, numerosos perfiles transversales de microtúbulos orientados longitudinalmente están uniformemente distribuidos.

Figur e 407 . Proximal de ndrite of an anterio r ho rn ce ll. (Micro graph co urt esy of Raymo nd Wuerker. )

20B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Sinapsis axo-dendrítica de sistema nervioso central de rata.

La vaina de mielina termina y su axón se expande en un botón terminal que se aplica estrechamente a la superficie de una gran dendrita a la izquierda. La terminal nerviosa está llena de vesículas sinápticas. El complejo sináptico (en la flecha) es de una extensión relativamente limitada, pero las especializaciones similares de membrana local probablemente estén presentes en otros planos de la sección.

Figure 396. Axodendritic synapse from rat ce nt ral nerv ous system. (Micrograph courte sy of Enric o Mugnaini.)

20C- Microscopía electrónica de transmisión.

La micrografía adjunta ilustra las características de una unión neuromuscular, en una muestra preparada por congelación rápida con helio líquido seguida de sustitución por congelación. El terminal del nervio está recubierto (arriba) por una porción de una célula de Schwann y está separado de la fibra muscular (debajo) por una hendidura sináptica que contiene una lámina externa espinosa. El citoplasma de la terminación nerviosa contiene varias mitocondrias, algunos microtúbulos, varios neurofilamentos y una gran agregación de vesículas sinápticas en el lado hacia la hendidura sináptica.

Figure 392 . Frog myon eural junction prep ared by freeze substitutio n. (Micrograph courtesy of John Heuser and Tom Reese.)

20D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Sinapsis axo-somática y axo-dendrítica.

La terminal nerviosa en el centro de la figura hace sinapsis con el cuerpo celular de una neurona en la parte inferior derecha. La terminación nerviosa está llena de mitocondrias y vesículas sinápticas. Dos complejos sinápticos en la interfaz con el cuerpo celular se indican con flechas. A la izquierda, la misma sinapsis del axón con una dendrita. Otra sinapsis axodendrítica se ve en la parte superior de la figura.

Figure 397 . Axosomatic and axo de ndr itic synapses in the ce nt ral nervous system of rat. (Micrograph courte sy of Enri co Mugnaini.)

21A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Nervio de mesenterio de rata.

En la histología clásica, se creía que la posesión de una "membrana basal" era una propiedad exclusiva del epitelio, pero el microscopio electrónico ha establecido claramente que una capa límite idéntica recubre completamente ciertos tipos de células sésiles de origen mesenquimal, tales como fibras musculares lisas y estriadas, pericitos de capilares y células de Schwann de nervios periféricos. El término "lámina basal" a menudo se aplica a este manto continuo, pero el adjetivo "basal" es claramente inapropiado para las células distintas de las del epitelio. Por lo tanto, se prefieren los términos lámina externa y capa límite.

La micrografía adjunta de un nervio periférico en sección transversal muestra grupos de axones amielínicos encerrados en huecos profundamente invaginados en la superficie de las células de Schwann. Alrededor de cada célula de Schwann hay una lamina externa continua delgada. Es especialmente evidente (en las flechas) donde cruza los sitios de invaginación de la membrana celular de Schwann (mesaxons).

Figure 25. Nerve from mesentery of a rat.

21B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Fibra nerviosa mielinizada.

La vaina de mielina de los nervios periféricos se forma a partir de la membrana de las células de Schwann asociadas, envueltas en una espiral apretada alrededor del axón del nervio. Al principio del desarrollo, el axón simplemente ocupa un surco profundo en la superficie de la célula envolvente. Donde los bordes de la ranura se unen para encerrar por completo al axón, los segmentos opuestos de la membrana celular de Schwann forman una estructura llamada mesaxón. La mielinización comienza con un alargamiento del mesaxón y su envoltura en un rollo suelto alrededor del axón. A medida que el proceso continúa, el citoplasma entre giros sucesivos se extruye progresivamente y la espiral se aprieta para formar una mielina compacta que consta de 20 a 40 capas de membrana. Gran parte de nuestro conocimiento de la bioquímica y la organización molecular de las membranas proviene de estudios que aprovecharon la concentración de la membrana altamente ordenada en la mielina.

Figure 14. Myelin sheath in cochlear nerve of cat. (Micrograph courtesy of Enrico Mugnaini.)

21C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Fibra nerviosa mielinizada.

Cuando las superficies internas de las membranas de las células de Schwann se encuentran en contacto, forman las principales líneas densas de mielina. El período de repetición de una línea densa a la siguiente representa un par de membranas celulares de Schwann. Donde las superficies externas de las dos membranas están en contacto, forman una línea de intraperíodo débil. Por lo tanto, una vaina de mielina en sección aparece como una serie de líneas densas paralelas que se alternan con líneas de intraperíodo menos densas.

Figure 15. Myelin sheath of nerve. (Micrograph courtesy of Enrico Mugnaini.)

101A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

El núcleo, fijado con glutaraldehído. Con este método de preparación de muestras, la cromatina aparece como agregaciones densas de pequeños gránulos. En una célula glandular como la que se muestra aquí, la heterocromatina típicamente se produce en grupos irregulares adyacentes a la envoltura nuclear y alrededor del nucléolo. El ADN que porta los genes del ARN ribosómico ocupa los intersticios relativamente nulos del nucléolo.

Figure 113. Acinar cell from the pancreas of the bat Myotis lucifugus, fixed in glutaraldehyde followed by osmium tetroxide.

101B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Eritroblasto de médula hematopoyética.

El patrón de cromatina puede experimentar cambios marcados en etapas sucesivas en el transcurso de la diferenciación del mismo tipo de célula. Esto se ejemplifica en la eritropoyesis. Los eritroblastos basófilos tienen un patrón de cromatina bastante difuso y un nucléolo prominente. En el momento en que se alcanza la etapa de eritroblastos policrombóticos, ilustrada en esta micrografía electrónica, el patrón se ha vuelto mucho más grosero, con grandes masas de cromatina distribuidas por todo el núcleo. En esta etapa, la síntesis de hemoglobina todavía está en progreso. Numerosos polirribosomas densos están presentes en el citoplasma, y una profusión de partículas menos densas de hemoglobina son identificables tanto en el citoplasma como en las áreas intercromosómicas del nucleoplasma. Con divisiones celulares adicionales y mayor diferenciación, hay una disminución en el tamaño del núcleo y una concentración progresiva de su cromatina.

Figure 115. Polychromatophilic erythroblast from guinea pig bone marrow.

101C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Eritroblasto de médula hematopoyética.

Se observa una etapa más avanzada de condensación nuclear en el eritroblasto ortocromático que se muestra aquí. Relativamente poco nucleoplasma intercromosomal remanente. El núcleo condensado ahora es metabólicamente inerte y pronto será extruido. Aunque la síntesis de hemoglobina continuará durante algún tiempo en el citoplasma del reticulocito, gradualmente se detiene ya que el suministro de ARN mensajero se va agotando progresivamente en esta célula anucleada.

Figure 116. Orthochromatic erythroblast (normoblast) from guinea pig bone marrow.

102A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

La micrografía adjunta muestra un neutrófilo joven con un núcleo relativamente simple. A modo de comparación, en el recuadro se presenta una fotomicrografía de dos células más antiguas con núcleos más altamente lobulados.

Los núcleos de forma elaborada generalmente ocurren en células de larga vida totalmente diferenciadas que son metabólicamente muy activas, pero la lobulación nuclear puede ocurrir en células en etapa terminal en las que la síntesis de proteínas es mínima. Un ejemplo es el leucocito neutrofílico, una célula de vida limitada que exhibe un aumento progresivo en la lobulación nuclear con el tiempo. La formación de lisosomas y gránulos específicos en esta línea celular es mayor en la etapa de mielocitos cuando el núcleo es ovoide o reniforme. La actividad sintética disminuye progresivamente a medida que la célula envejece. Por lo tanto, la importancia del aumento en el área superficial del núcleo en este tipo de células es oscura.

Figure 110. Human polymorphonuclear neutrophil.

102B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Aunque los núcleos de todas las células somáticas en una especie animal dada contienen la misma cantidad de ADN, existen diferencias marcadas de tejido a tejido en la cantidad y distribución de la cromatina visible. Como solo se tiñe la forma condensada, transcripcionalmente inactiva, las células con poca cromatina demostrable suelen considerarse más activas en la síntesis de proteínas que las que tienen masas conspicuas de heterocromatina. Así, en las neuronas, que tradicionalmente se describió que tenían un núcleo "vesicular" que contenía muy poco material basófilo en el carioplasma, una gran proporción de su complemento de cromatina está en forma eucromática. Por el contrario, la célula plasmática que se muestra aquí tiene abundante heterocromatina en un patrón característico de grandes bloques alrededor de la periferia y una gran masa en el centro. Tal patrón de cromatina basto podría ser inesperado en una célula que sintetiza activamente inmunoglobulina. Pero la cantidad de proteína sintetizada es pequeña en relación con la de muchas células glandulares y es probable que esta célula altamente especializada necesite solo una pequeña fracción de su ADN en una forma activa para dirigir el estrecho espectro de actividades sintéticas realizadas en su citoplasma.

Figure 114. Plasma cell from guinea pig bone marrow.

102C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Hay otros ejemplos desconcertantes de núcleos multilobulados. Por ejemplo, las células principales del epitelio que recubre el epidídimo en algunas especies de mamíferos tienen una lobulación extraordinaria de los núcleos. Esto también se ve en el epitelio del conductos deferentes humano.

Figure 111. Principal cell from the epididymal epithelium of the chinchilla.

102D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Espermatozoide de ratón.

El ejemplo más extremo de condensación de cromatina se encuentra en el núcleo de un espermatozoide maduro.

A fines de la espermiogénesis, las histonas ricas en lisina del núcleo se reemplazan por histonas ricas en arginina. Esto es seguido por una reorganización completa de la cromatina que implica una secuencia de cambios morfológicos que es peculiar a la espermiogénesis. Los filamentos aparecen en el nucleoplasma y estos se asocian lateralmente para formar hebras más gruesas. Estos a su vez se acortan y se compactan en una masa homogénea extremadamente densa que tiene una forma característica de la cabeza de esperma de la especie particular. La cabeza espermática madura metabólicamente inerte es incapaz de incorporar aminoácidos marcados y está tan reticulada que es resistente a la mayoría de los agentes químicos, incluida la desoxirribonucleasa. La función del núcleo del esperma es únicamente transmitir información genética de una generación a otra.

Figure 117. Mouse epididymal spermatozoon.

103A- Diagrama de la estructura de la cromatina.

El ADN de las regiones espaciadoras entre nucleosomas es de longitud variable y consta de 10 a 70 pares de bases. La histona H1 está asociada a estos segmentos. Cuando no se extienden experimentalmente, los nucleosomas y el ADN espaciador se empaquetan estrechamente en filamentos de 10 nm correspondientes a los elementos más pequeños que normalmente se observan en las micrografías electrónicas después de la eliminación de los metales divalentes (Ris, 1975). En presencia de iones de magnesio, los filamentos de 10 nm se condensan en fibras de cromatina de 30 nm. La histona H1 está implicada en el establecimiento y la estabilización de esta estructura de orden superior. La figura adjunta intenta describir las características principales de la organización de la heterocromatina. La doble hélice de ADN se envuelve una vuelta y tres cuartos alrededor de un núcleo de nucleosoma que consta de dos moléculas cada una de las histonas H4, H3, H2A y H2B, cuando las fibras de cromatina se extienden al máximo como se indica en la parte inferior del dibujo, tienen una apariencia de cuentas en una cadena. La histona H1 se asocia con segmentos espaciadores de longitud variable entre nucleosomas sucesivos. Cuando no se extienden experimentalmente, los nucleosomas y el ADN espaciador se compactan en un filamento de nucleoproteína de 10 nm más o menos uniforme. Esto, a su vez, se cree que está helicoidalmente enrollado alrededor de un canal central con seis nucleosomas por giro. El solenoide resultante corresponde a la fibra de nucleoproteína básica de 30 nm de heterocromatina presente en el núcleo intacto. Como se muestra aquí, el diámetro de la doble cadena de ADN es pequeño en relación con las dimensiones del nucleosoma. una matriz helicoidal regular de nucleosomas, otra evidencia favorece su empaquetamiento en grupos matrices llamadas "superperlas" (Hozier et al., 1977). También se han sugerido disposiciones paralelas o escalonadas sobre la base de estudios con microscopía electrónica (Rattner y Hamalko, 1978). En este área de biología celular que avanza rápidamente, cualquier intento de describir los conceptos actuales de la estructura de orden superior de la heterocromatina en un simple dibujo puede ser prematuro. Sin embargo, se espera que con las advertencias establecidas, esta figura será útil hasta que haya datos más precisos disponibles.

                                                                              Figure 123. Composite diagram of chromatin structure based upon drawings in Bradbury (La Recherche, 9:644-653, 1978); Worcel and Benyajati (The Cell, 12:83-100, 1977);                                                                                    and Olms and Olms (American Scientist, 66:704-77 1, 1978).

103B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de tinción negativa.

Cuando los contenidos de núcleos de eritrocitos anfibios se prepararon para microscopía electrónica al extenderse sobre la superficie del agua, el examen de montajes completos del material disociado reveló una maraña de fibras de 20 a 30 nm (micrografía superior). Después del pretratamiento con agentes quelantes, la cromatina en tales preparaciones apareció como filamentos nudosos de 10 nm (Ris, 1968). Si la cromatina aislada se pretrató con urea, se observaron filamentos de 2 a 4 nm.

Figure 121. Chromatin fibers from erythrocyte of the salamander Notophthalmus viridenscensspread on water, fixed in 2 per cent formaldehyde, critical point dried, and shadowed with carbon-platinum. (Micrograph courtesy of Hans Ris.)

Figure 122. Nucleofilaments from chicken erythrocyte nuclei lysed on low ionic buffer in the absence of divalent metals. (Micrograph courtesy of Ada Olins.)

103C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Sección delgada de núcleo, se aprecia la naturaleza filamentosa de la cromatina.

Cuando se examinaron algunas células con heterocromatina abundante, como el eritrocito anfibio en la micrografía superior, en secciones muy delgadas, se observaron perfiles alargados ocasionales (ver en las flechas), lo que sugirió que las subunidades de la cromatina inactiva eran filamentos de 20 nm. Esta interpretación fue fuertemente respaldada por el examen de las espermátidas de los insectos en las primeras etapas de la condensación nuclear cuando todo el complemento de la cromatina se afloja y se distribuye uniformemente a lo largo del carioplasma.

Figure 119. Section of frog erythrocyte nucleus. Two per cent formaldehyde and 1 per cent osmium tetroxide fixation. (Micrograph courtesy of Hans Ris.)

104A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de tinción negativa.

Extendido de cromosoma metafásico al cual se le han extraído las histonas.

Un núcleo de mamífero típico de 4 a 5 um de diámetro contiene una cantidad de ADN que, si se extiende, tendría casi un metro de longitud. El enrollamiento ordenado y la condensación de esta gran longitud de ADN en el pequeño volumen ocupado por los cromosomas depende de su asociación altamente específica con las histonas y las proteínas no histónicas. Mediante el tratamiento de los cromosomas con sulfato de dextrano y heparina, se pueden extraer casi todas las histonas y muchas de las otras proteínas. Cuando dichos cromosomas carentes de histonas se extienden sobre rejillas y se examinan con el microscopio electrónico, se observa que se ha producido una notable transformación estructural. Un marco denso de proteínas permanece y retiene la forma original del cromosoma, pero este está rodeado por un amplio halo de filamentos de ADN que se desenrollaron y extendieron hacia afuera. El radio uniforme del halo sugiere que el ADN existe en bucles largos de 20 a 24 um de longitud con ambos extremos anclados uno cerca del otro en un armazón de proteína que mantiene la forma general del cromosoma.

Figure 130. A spread preparation of a metaphase chromosome from a HeLa cell depleted of histone by treatment with dextran sulfate and heparin. (Micrograph from J. R. Paulson and U. K. Laemmli, Cell 12:817-828, 1977.)

104A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de tinción negativa.

Extendido de cromosoma metafásico al cual se le han extraído las histonas.

Un núcleo de mamífero típico de 4 a 5 um de diámetro contiene una cantidad de ADN que, si se extiende, tendría casi un metro de longitud. El enrollamiento ordenado y la condensación de esta gran longitud de ADN en el pequeño volumen ocupado por los cromosomas depende de su asociación altamente específica con las histonas y las proteínas no histónicas. Mediante el tratamiento de los cromosomas con sulfato de dextrano y heparina, se pueden extraer casi todas las histonas y muchas de las otras proteínas. Cuando dichos cromosomas carentes de histonas se extienden sobre rejillas y se examinan con el microscopio electrónico, se observa que se ha producido una notable transformación estructural. Un marco denso de proteínas permanece y retiene la forma original del cromosoma, pero este está rodeado por un amplio halo de filamentos de ADN que se desenrollaron y extendieron hacia afuera. El radio uniforme del halo sugiere que el ADN existe en bucles largos de 20 a 24 um de longitud con ambos extremos anclados uno cerca del otro en un armazón de proteína que mantiene la forma general del cromosoma.

Figure 130. A spread preparation of a metaphase chromosome from a HeLa cell depleted of histone by treatment with dextran sulfate and heparin. (Micrograph from J. R. Paulson and U. K. Laemmli, Cell 12:817-828, 1977.)

105A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Célula metabólicamente muy activa. Presenta un núcleo con mucha eucromatina, nucleolo y retículo endoplásmico rugoso muy desarrollados, indicando una abundante síntesis de ribosomas y de proteínas.

Figure 112. Pancreatic acinar cell fixed with osmium and stained with lead hydroxide.

105B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Típico nucléolo observado a alta magnificación. Se observan tres zonas con distinta densidad electrónica, una zona fibrilar distribuida en varias masas esféricas, homogéneas de relativamente baja densidad, adyacentes a éstas se observa una zona electrondensa que corresponde a la zona fibrilar densa y ambas zonas están inmersas en un material granular llamado zona granular.

Figure 134. Nucleolus of spermatogonium from testis of Chinese hamster. (Micrograph courtesy of David Phillips.)

105C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Algunos tipos de células tienen un nucleolo extremadamente compacto. Tal es el caso del hepatocito de salamandra que se muestra aquí. Este nucleolo denso y esférico tiene una organización concéntrica con una región central aparentemente compuesta en su totalidad de fibrillas finas rodeadas por una zona periférica rica en gránulos.

Figure 135. Portion of a liver cell nucleus from the salamander, Batrachoceps attenuatus.

105D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de tinción negativa.

Durante el crecimiento temprano de ovocitos anfibios, se forman mil o más nucleolos extracromosómicos en cada núcleo. Cuando se aíslan y se disocian en el agua, se desenreda el núcleo fibrilar del nucléolo. Consiste en un delgado filamento circular de aproximadamente 3 nm de diámetro que se cree que es una doble hélice de ADN, formado como un producto de la replicación de la región organizadora del nucleolo de un cromosoma. A intervalos a lo largo de la longitud de la hebra axial de ADN, hay segmentos de 2 a 2,5 μm decorados con aproximadamente 100 filamentos laterales delgados de longitud progresivamente creciente desde un extremo de la unidad al otro. Estos se interpretan como moléculas parcialmente transcritas de ARN 45s. Los filamentos más cortos en un extremo son el producto de la transcripción iniciada recientemente. Los filamentos más largos en el otro extremo son moléculas de ARN casi completadas. El pequeño botón o engrosamiento en el extremo de los filamentos laterales se cree que representa el comienzo del plegamiento de la molécula del ARN precursor ribosómico. Estos segmentos con forma de botella o de árbol de Navidad parecen representar un gen que codifica el precursor del ARN ribosómico. Muestra muy claramente que muchas moléculas se sintetizan simultáneamente en cada gen. Esta notable micrografía fue la primera demostración visual de un gen individual y su producto de transcripción asociado.

Figure 144. Electron micrograph of a portion of a dissociated nucleolar core isolated from an oocyte of Notophthalmos viridenscens. (Micrograph courtesy of Oscar Miller, from Miller and Beatty, Science 164- 955-957, 1969.)

106A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Se observan las dos membranas que forman la envoltura nuclear y el espacio perinuclear. En varios puntos sobre la superficie del núcleo la cisterna perinuclear esta atravesada por poros nucleares. Los poros coinciden con pequeñas áreas de baja densidad que interrumpen la capa de heterocromatina del núcleo.

Cuando los poros nucleares se examina a alta magnificación, hay una fuerte sugerencia de un diafragma de poro transversal. Sin embargo, ahora se acepta generalmente que esta apariencia no se debe a la presencia de un septo completo, sino que es una consecuencia de la superposición de las imágenes de ocho gránulos pequeños o filamentos dispuestos radialmente unidos al aspecto interno del poro membranoso. Esta densidad lineal es especialmente prominente en los eritroblastos. Un componente inconstante del complejo de poros es un reborde o reborde delgado que rodea el poro membranoso y se proyecta hacia la cisterna perinuclear. Esto es discernible en la figura superior (en la flecha). Contorneado por flechas en la figura inferior, se encuentra un canal o área de rarefacción típica en la cromatina periférica comúnmente observada que se extiende hacia adentro desde un poro nuclear.

Figure 146. Polychromatophilic erythroblast from guinea pig bone marrow.

Figure 147. A portion of an endothelial cell nucleus.

107A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de criofractura.

Núcleo de un espermatocito.

En contraste con la distribución aleatoria de los complejos de poro en las células somáticas, el núcleo de los espermatocitos exhibe grandes agregaciones de poros estrechamente empaquetados y áreas extensas sin poros. En el inicio de la profase meiótica en muchas especies de mamíferos, los cromosomas adoptan la disposición llamada "ramo", formando largos bucles con sus extremos agrupados y unidos a la envoltura nuclear en un área limitada en un polo del núcleo. Al mismo tiempo que esta reordenación cromosómica, la gran mayoría de los poros nucleares se concentran en la región donde se unen los extremos de los cromosomas. Los sitios de unión reales son islas pequeñas, sin poros en una región de alta densidad de poros. En los espermatocitos de algunas especies de invertebrados, el complejo de Golgi, los centriolos y una masa de mitocondrias se concentran en el citoplasma adyacente a la región de unión cromosómica en la base del "ramo".

Figure 150. Freeze-fracture replica of the nucleus of a guinea pig spermatocyte. (From D. W. Fawcett and H. Chemes, Tissue Cell 11: 147-162, 1979.)

107B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de criofractura.

Envoltura nuclear de una célula acinar de páncreas.

El plano de escisión ha seguido a la membrana interna y luego se ha roto a través de la envoltura nuclear y hacia el citoplasma. Las dos membranas, la cisterna perinuclear interpuesta y varios poros (en las flechas) se ven por lo tanto en el borde. Las otras estructuras limitadas por membrana en la parte superior de la figura son elementos tubulares y cisternal del retículo endoplásmico.

Figure 149. Nuclear envelope and adjacent cytoplasm of an acinar cell from rat pancreas. (Micrograph courtesy of Bernard Gilula.)

107C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de tinción negativa.

Envoltura nuclear de ovocito.

La porción membranosa del complejo de poros se visualiza claramente en secciones delgadas o en réplicas de fractura por congelación. Los otros constituyentes del complejo de poros se pueden estudiar con ventaja en envolturas nucleares aisladas de ovocitos anfibios teñidos negativamente con fosfotungstato. En la figura superior, el medio de contraste claramente delinea ocho áreas luminosas de electrones alrededor de cada poro. Estos corresponden a las imágenes superpuestas de 16 gránulos, ocho espaciados uniformemente alrededor del borde del poro en el aspecto interno de la envoltura nuclear, y ocho en una ubicación correspondiente en su aspecto exterior. Un gránulo central también es evidente en muchos de los poros. En la figura inferior, el componente membranoso de los poros se ve en una imagen negativa. Su contorno parece ser poligonal en lugar de circular. Cuando la imagen negativa de un poro se somete al análisis de rotación de exposición múltiple Markham, el contorno es claramente octagonal (ver recuadro).

Figure 151. Negatively stained nuclear envelope from an oocyte of Taricha granulosa. (Micrograph courtesy of A. Fabergc?, Z. Zellforsch. 136:183-190, 1973.)

Figure 152. Negatively stained nuclear envelope from an oocyte of the newt, Notophthalmus viridescens. (Micrograph from Joseph Gall, J Cell Biol. 32:391, 1967.)

108A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Hendidura sináptica de una unión neuromuscular.

Al aumentar la liberación transemitente con estimulación en presencia de 4aminopiridina y la rápida congelación de la unión mielo-ural, ha sido posible capturar las vesículas sinápticas en el proceso de exocitosis. La micrografía de alta magnificación adjunta muestra los elementos pre sináptica (derecha) y postsináptica (izquierda) de la unión neuromuscular de la rana. Se ven varias vesículas sinápticas que conectan su contenido con la hendidura sináptica.

Figure 394 . Hi gh magnification micro graph of th e pr esynapti c and pos tsynapti c membranes of freezesubs titu ted frog myon eur al junction after nerve stimulatio n in the pre se nce of 4-aminopyr idine. (Micrograph co urt esy of J oh n H eu se r and Tom Reese.)

108B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Corte transversal de microvellosidades de epitelio intestinal.

Cuando el plasmalema tiene un contorno desigual, su orientación con respecto al plano de la sección delgada cambia y la apariencia trilaminar de la membrana no se ve si el plano de sección es ligeramente oblicuo. En la micrografía el borde en cepillo del epitelio intestinal, la orientación constante de las microvellosidades estrechamente empaquetadas facilitó la obtención de verdaderas secciones transversales de su membrana limitante en todo el campo. La sección transversal de cada microvellocidad está limitada por dos líneas densas de grosor similar separadas por una zona intermedia más clara. No todas las membranas celulares exhiben este grado de simetría. En algunos, la línea densa externa es más delgada que la interna.

Figure 2. Intestinal microvilli of a cat. (Micrograph courtesy of Susumu Ito.)

108C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de criofractura.

Área no especializada de las membranas de células de Sértoli adyacentes, testículo de Cobayo.

La semi-membrana interna dirigida hacia afuera, llamada cara P, muestra numerosas partículas de 6 a 9nm distribuidas al azar sobre la cara de la fractura. La semi-membrana exterior dirigida hacia adentro, llamada cara E, es relativamente lisa, mostrando solo partículas adherentes ocasionales. El plano de fractura se rompe a través de un espacio intercelular y escinde la membrana de la célula adyacente, exponiendo su cara de fractura P en la mitad inferior de la figura. Los tipos de células varían en actividad metabólica y sus membranas varían en su contenido de proteína.

Figure 3. Freeze-fracture preparation of an unspecialized area of the membranes of adjacent Sertoli cells from guinea pig testis.

108D- Microscopía electrónica de barrido.

Estadio temprano de la fertilización in vitro de un ovocito de hámster.

Los microvellosidades cubren la superficie libre de muchos tipos de células, incluido el óvulo de mamífero. Son estructuras lábiles que aumentan o disminuyen rápidamente en número en respuesta a las condiciones ambientales o a los cambios en la actividad metabólica de la célula. En la fertilización de mamíferos, ilustrada aquí, la región postacrosómica de la cabeza del espermatozoide entra en contacto con la superficie microvellositaria del ovocito y las dos membranas celulares se unen.

A medida que la cabeza del espermatozoide se hunde en el ooplasma, las microvellosidades se vuelven a formar rápidamente en la membrana híbrida que recubre la mitad caudal de la cabeza del espermatozoide, como se muestra en la figura inferior. El resto de la cabeza y el flagelo son finalmente engullidos y el núcleo del esperma se descondensa para formar el pronúcleo masculino.

Figure 32. Scanning micrograph of an early stage of in vitro fertilization of a hamster ovum.

108D*- Microscopía electrónica de barrido.

Estadio temprano de la fertilización in vitro de un ovocito de hámster.

Los microvellosidades cubren la superficie libre de muchos tipos de células, incluido el óvulo de mamífero. Son estructuras lábiles que aumentan o disminuyen rápidamente en número en respuesta a las condiciones ambientales o a los cambios en la actividad metabólica de la célula. En la fertilización de mamíferos, ilustrada aquí, la región postacrosómica de la cabeza del espermatozoide entra en contacto con la superficie microvellositaria del ovocito y las dos membranas celulares se unen.

A medida que la cabeza del espermatozoide se hunde en el ooplasma, las microvellosidades se vuelven a formar rápidamente en la membrana híbrida que recubre la mitad caudal de la cabeza del espermatozoide, como se muestra en la figura inferior. El resto de la cabeza y el flagelo son finalmente engullidos y el núcleo del esperma se descondensa para formar el pronúcleo masculino.

Figure 33. A lateral view of the site of sperm penetration showing the oocyte membrane covered with microvilli over the caudal portion of the sperm head. (Micrographs courtesy of David Phillips.)

109A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Corte longitudinal de una mitocondria y citoplasma circundante de una célula pancreática.

Una mitocondria en sección delgada exhibe la organización interna característica ilustrada en la micrografía electrónica acompañante. Está delimitado por una membrana externa suave contorneada de aproximadamente 7nm de grosor. Dentro de esta membrana limitante y separada de ella por un espacio de 8 a 10nm de ancho se encuentra una membrana interna. La membrana interna tiene numerosas crestas mitocondriales, que se proyectan hacia el interior del orgánulo. Estos son de longitud variable y forman una serie de septos transversales incompletos. Las membranas de la mitocondria delimitan dos compartimentos. La estrecha hendidura entre la membrana externa e interna y que se extiende hacia el interior entre las hojas de las crestas se llama espacio de la membrana o espacio intracristalino. Su contenido es de baja densidad. La gran cavidad limitada por la membrana interna y sus crestas está ocupada por una matriz homogénea o finamente granular.

Figure 218. A longitudinal section of a mitochondrion and surrounding cytoplasm from pancreas of the bat, Myotis lucifugus.(Micrograph courtesy of Keith Porter.)

109B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Mitocondria de una célula vegetal

El ADN se encuentra en forma de filamentos ubicado en la matriz en regiones circunscritas de baja densidad. Además de los filamentos de ADN conspicuos en la matriz, hay una serie de pequeñas partículas densas de tamaño uniforme. Estas son partículas RNP comparables en composición y función a ribosomas citoplásmicos. En las mitocondrias de las células animales, estas son generalmente oscurecidas por una matriz relativamente densa.

Figure 226. Mitochondrion from the plant Vica fabia. (Micrograph courtesy of Hewson Swift.)

110A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Las mitocondrias del tejido adiposo pardo son excesivamente numerosas y tienen una extensa superficie de membrana interna. La micrografía adjunta muestra parte de una célula adiposa de la región interescapular de un murciélago recolectada cerca del final de su período de hibernación. La célula está agotada de lípidos y la mayor parte del citoplasma está ocupada por grandes mitocondrias esféricas. El número inusual de mitocondrias en este tejido y sus crestas abundantes se cree que están relacionadas con los altos requerimientos de energía para la síntesis de grasa a partir de carbohidratos. En las mitocondrias de este órgano, la oxidación está incompletamente acoplada a la fosforilación. Por lo tanto, durante la excitación de la hibernación, gran parte de la energía de la oxidación de la grasa se disipa en forma de calor que ayuda a elevar la temperatura del cuerpo a la normalidad.

Figure 237. Interscapular brown adipose cell from the bat, Eptesicus fuscus.

110B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Un delgado pliegue de la membrana interna es la configuración más común de las crestas mitocondriales. Una forma alternativa, que se encuentra en muchos protozoos y en ciertos órganos de los metazoos, es una vellosidad delgada o túbulo ciego. Entre los tejidos de mamíferos, las mitocondrias con crestas tubulares se observan con frecuencia en células secretoras de esteroides, como las células de Leydig del testículo, las células del cuerpo lúteo y las células de la corteza suprarrenal. Están excepcionalmente bien desarrollados en las mitocondrias de la corteza suprarrenal que se ilustran aquí. El interior de estas mitocondrias largas está lleno de crestas tubulares no ramificadas de diámetro uniforme, que se extienden casi a todo lo ancho del orgánulo. Su forma tubular es evidente en varios lugares, indicados por flechas, donde se han cortado transversalmente y presentan perfiles circulares.

Figure 240. A portion of a cell from hamster adrenal cortex

110C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Una de las acumulaciones locales más llamativas de mitocondrias en el cuerpo se encuentra en el segmento interno de las varillas y los conos de la retina. Las mitocondrias estrechamente empaquetadas son muy largas y tienen un patrón complejo de crestas curvas. La micrografía adjunta muestra el segmento interno de un cono, flanqueado por los segmentos internos de dos varillas. Las mitocondrias tienen varios micrómetros de longitud y las del cono parecen tener una matriz más densa. Los eventos moleculares relacionados con la transducción de energía y la amplificación en los fotorreceptores todavía son poco conocidos, pero la notable concentración de mitocondrias cerca de la región fotosensible de la célula indica que el proceso tiene altos requerimientos de energía.

Figure 257. Electron micrograph of photoreceptors in human retina. (Micrograph courtesy of Toichiro Kuwabara.)

110D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

En la parte media del espermatozoide de casi todos los vertebrados, el axonema está encerrado en una vaina de mitocondrias. En los mamíferos, como el lirón ilustrado aquí, las mitocondrias alargadas están dispuestas de extremo a extremo en una hélice. Por lo tanto, en las secciones longitudinales de la cola de espermatozoides se ven las mitocondrias en sección transversal. Su relación íntima con las fibras densas externas y el axonema de la cola de esperma facilita la difusión de ATP, que es esencial para la motilidad.

Figure 261. Midpiece of spermatozoa from the dormouse, Ghg h,i n long~tud~nsaelc tion. (Micrograph courtesy of David Ph~ll~ps.)

111A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Figure 219. Micrograph of a cell from the ductulus efferens of the ground squirrel, Citellus lateralis. (Micrograph courtesy of Jeffrey Pudney.)

111B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Aquí se presentan dos formas de crestas tubulares para comparar a mayor aumento. Se cree que los pequeños gránulos en la matriz densa en la figura inferior son ribosomas mitocondriales. Esta micrografía muestra que son más pequeños que los ribosomas en el citoplasma circundante.

Figure 242. Mitochondria from the zona fasciculata of hamster adrenal cortex.

Figure 243. Mitochondria from Singh amoeba (Courtesy of Tom Pollard.)

111C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Las células secretoras de esteroides también exhiben una diversidad inusual en la forma de las crestas en sus mitocondrias. Los que se muestran aquí, por ejemplo, tienen pequeñas crestas alveolares a lo largo de la membrana interna, crestas lamelares orientadas longitudinalmente (flechas simples) y haces de túbulos paralelos que cursan en varias direcciones en la matriz (flechas dobles).

Figure 248. Mitochondria from testicular Leydig cells of the ground squirrel, Citellus lateralis. (Micrograph courtesy of Jeffrey Pudney.)

111D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Una de las configuraciones más llamativas y desconcertantes de las crestas mitocondriales son los túbulos prismáticos que son invariablemente triangulares en sección transversal. Estos se describieron por primera vez en el músculo (Revel et al., 1963) pero desde entonces se han encontrado esporádicamente en muchos tejidos y muchas especies.

Las grandes mitocondrias esféricas de la corteza suprarrenal de rata, que se muestran en la figura inferior, a menudo se describen como que tienen crestas vesiculares, pero una exploración más detallada revela que probablemente sean túbulos con ramas alveolares (ver en las flechas). En la sección, tanto los túbulos como sus ramas tienen perfiles circulares que se han interpretado erróneamente como vesículas que flotan libremente en la matriz.

Figure 245. Mitochondrion from an astrocyte of hamster brain. (Micrograph courtesy of K. Blinzinger, J. Cell Biol 25: 293, 1965.)

Figure 246. Mitochondrion from rat adrenal cortex. (Micrograph courtesy of Daniel Friend.)

112A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Microtubúlos cítoplasmatico cortado transversalmente. Se ven los 13 protofilamentos caracteristícos.

Figure 399 . Cytoplasmic micro tubul e with the usu al 13 pr ot ofilamenrs . (Micrograph courte sy of Vitaurs Kaln ins.)

112B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Las micrografías adjuntas permiten una comparación de la apariencia de paredes lisas de los microtúbulos ensamblados en ausencia de MAP (figura superior) con la aparición difusa de microtúbulos ensamblados en su presencia (figura media). En las figuras inferiores, los filamentos radiantes visibles en la figura de la derecha son evidentemente responsables de un espaciamiento más uniforme de los microtúbulos que el visto a la izquierda con microtúbulos que carecen de MAP.

Figure 40 1. Microtubules assembled from flagell ar tubulin in the abse nce of MAPs.

Figure 402. Microtubul es assembled in the prese nce of MAPs.

Figure 403. A . Cross sec tions of MAP-free microrubules. B. Cross sect ions of MAP- decorated micro tubules. (Figures from Binder and Rosenbaum, J. Cell BioI. 79:500- 515, 1978.)

112C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

El aparato mitótico está constituido por un huso compuesto por microtúbulos (MTS) que convergen hacia los centriolos localizados en los polos y “ásteres” compuestos por MTS que irradian desde el material amorfo que rodea los centriolos. El huso incluye MTS “cinetocoricos” que van desde los cromosomas hacia los polos, MTS “astrales” cortos que irradian desde los centriolos y MTS “paralelos” que irradian desde los centriolos y se interdigitan a nivel de la placa ecuatorial.

En la micrografía se ven MTS cinetocoricos y MTS paralelos. La región del cromosoma observada no corresponde al cinetocoro.

Figure 4 10. Chromosomal micro rubules in midanaphase of mitotic divi sion in Pelomyxa. (Micrograph courtesy of Evans Roth .)

112D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Axón gigante del SNC de una lamprea.

Las vesículas y sus contenidos pueden estar localizados centralmente y se pueden transportar a lo largo de los microtúbulos hasta las terminales nerviosas.

igures 408 and 409. Giant axons in the ce nt ral ner vous system of the lamp rey tPet romyzon marinus ).

(From Smit h, J iirlfors and Beranek. ). Cell Bioi. 46: 199-2 19, 1970. )

113A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

El manchette es uno de los pocos ejemplos inequívocos de una estructura de microtúbulos que termina en la membrana celular. Como se ilustra en la micrografía adjunta, sus microtúbulos constituyentes terminan en una matriz subplasmalemática densa vista en la parte superior de la figura. Este material ocupa la concavidad en una cresta anular prominente en la superficie celular alrededor de la porción caudal del núcleo espermático. En este caso, la unión de microtúbulos no parece ser un ejemplo de control citoesquelético de proteínas transmembrana, sino que simplemente proporciona un origen fijo a partir del cual los microtúbulos polimerizadores se alargan para lograr la deformación interna necesaria para la elongación espermática.

Figure 423. Longitudinal sec tio n of the rnancherre of a rodent sperma tid.

113B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Núcleo y machete adyacente en una espermátida de roedor.

Los microtúbulos que componen el manchette se unen en un patrón irregular por medio de un delgado puente cruzado como se ve en las flechas en las micrografías adjuntas. Se observan vínculos similares en otros organelos compuestos por microtúbulos, como los axonemas de Heliozoa y las fibras Stentor. Hay evidencia de que los puentes se conectan a ciertos protofilamentos especificados y se proyectan en un ángulo fijo al túbulo. La variedad limitada de patrones geométricos mostrados por las matrices de microtúbulos es evidentemente una expresión de las mismas.

Figures 424 and 425. Nucle us and ad jace nt manc het te of rod ent spermatids .

114A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Citoplasma de una célula de Sértoli en cultivo.

En las células en su entorno normal in vivo, los filamentos de actina de 6 a 7 nm que se presentan individualmente o en pequeños grupos se entrelazan para formar una malla compleja en el citoplasma. Cuando los mismos tipos de células se explantan y se mantienen en cultivo, los filamentos tienden a agregarse en haces gruesos. En la micrografía adjunta de una célula de Sertoli in vitro, hay muchos filamentos individuales y varias agregaciones grandes de filamentos paralelos. Los últimos corresponden a las "fibras de estrés".

f igure 436. Cyroplasm of a Serroli ce ll from tes tis of Cirell«s lateralis in cultu re. (Micrograph co urtesy of Wayne Vogl.)

114B- Microscopía fotónica, barrido laser confocal.

Fibroblastos de piel humana inmunomarcado indirectamente, con anticuerpos específicos anti actina.

Cuando el anticuerpo contra la actina se hace reaccionar con células aplanadas extendidas sobre el sustrato en cultivos, la fluorescencia se asocia con haces largos y rectos de filamentos que atraviesan el citoplasma perinuclear y se extienden hacia los procesos celulares. Corresponden a las llamadas "fibras de estrés" que se ven en las células vivas mediante microscopía de contraste de fase y a haces de filamentos de 6 nm vistos en micrografías electrónicas (Goldman et al., 1975). Aunque la apariencia rígida de estos haces de microfilamentos podría sugerir que son elementos del citoesqueleto estáticos, su rápida reorganización durante los cambios locomotores en el contacto célula a sustrato indica que son parte de un sistema dinámico involucrado en la motilidad celular.

Figure 4 35. Thinly spread hum an skin fibroblast stained by indirect immunofluor escen ce with actinspec

ific ant ibod y. (From Elias Lazarides ,). Cell Bio!. 65:549- 56 1, 1975.)

114C- Microscopía fotónica de epifluorescencia.

Fibroblasto de piel humana inmunomarcado indirectamente con anticuerpos anti-tropomiosina.

La tropomiosina también se asocia con filamentos de actina en células no musculares. La tinción inmunocitoquímica de varias líneas celulares en cultivo usando anti-tropomiosina revela un patrón lineal de haces de fibras de fluorescencia indistinguibles del observado con el anticuerpo fluorescente contra la actina.

Figure 444 . Human skin fibroblasr in culrure srained by indirecr immunofluor escence using tropornyosin anribody . (From Elias Lazarides, ]. Cell BioI. 65:549-561, 1975.)

115A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Filamentos de 10nm en el citoplasma de un fibroblasto 3T3 en cultivo.

Los filamentos de 10 nm siguen un curso recto o ligeramente curvado a través del citoplasma. Pueden ocurrir individualmente o asociados en paquetes mal organizados. Aquí se muestra su apariencia típica en una célula cultivada 3T3. No es posible obtener de las micrografías electrónicas una impresión de la distribución general de los filamentos dentro de la célula. Para este propósito, el uso de anticuerpos fluorescentes y microscopía óptica es más útil.

Figure 4 50. Cytopl asm of 3T 3 ce ll showing typical 10 nm filaments coursing th rou gh [he meshes of [he endo plasmic reti cul um. (Micrograph courtesy of Scorr McNun , ]. Cell BioI. 50:69 1-708, 1971.)

115B- Microscopía fotónica de epifluorescencia.

Inmunofluorescencia de un miofibroblasto marcado con anticuerpos anti-vimetina.

Figure 4 51. Immunofluorescence ph oromi cro graph of cultured rat rnyofibrobl asts fro m vein wall reacted with ant ibody against virne ntin.

116A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo y sombreado rotativo.

Las micrografías resultantes vistas como negativos en pares estereofónicos tienen la calidad tridimensional de las micrografías electrónicas de barrido y la alta resolución del microscopio electrónico de transmisión (Heuser, 1979).

Figure 437. Microgr ap h of th e microtrabecular meshwork of a 3T 3 ce ll, treated with Trito n, washed , qui ck fro ze n with liqu id helium, ro ta ry shadowed . (Micrograph courtesy of J o hn He user. )

116B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo y sombreado rotativo.

A mayor aumento del citoesqueleto en la micrografía acompañante, se observa que dos "fibras de estrés" se componen de haces de filamentos que son continuos en sus márgenes con elementos de la malla microtrabecular general, lo que sugiere fuertemente que las dos son configuraciones alternativas del misma proteína estructural.

Figure 4 38. Port ion of the cytoskeleton of a 3T3 fibro blast, dernembranared, de ple ted of solub le prote in, qui ck fro zen , deep e tched, and rotary shadowed . (Microg raph co urtesy of J ohn Heuser.)

116C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo y sombreado rotativo.

Citoesqueleto del citoplasma cortical de una celula 3T3 en cultivo. En la figura inferior se observan dos microtubulos que pasan por la red de filamentos.

Figures 440 and 44 1. Cyto ske le ton of tissue cultu re ce lls pr ep ared by qu ick freezing, deep e tching, and rotary sh adowing. (Micro graphs courtesy of Jo hn Heu ser. )

116D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo y sombreado rotativo.

Actina purificada, mostrando una periodicidad similar a la observada en la red microtrabecular de la matriz citoplasmica.

En la figura inferior se ha decorado la actina purificada con meromiosina pesada. Claramente se observa un patrón tipo helicoidal en forma de cuerda gracias al anclaje de los filamentos de miosina.

Figures 442 and 443. Purifi ed pr eparation of actin undecorated and decorated with heavy meromyosin. (Microg rap hs cou rt esy of John Heu ser. )

117A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Retículo endoplásmico rugoso en el citoplasma basal de célula de acino pancreático de murciélago.

El retículo endoplásmico es una red continua de canales de membrana unidos entre si. Sin embargo, la continuidad del sistema no es evidente en secciones delgadas, donde aparece como perfiles circulares o alargados separados, como los que se ven en la micrografía adjunta. Los perfiles circulares y elípticos tachonados con pequeños ribosomas densos son secciones transversales u oblicuas de elementos tubulares serpenteantes y los perfiles alargados son secciones a través de dilataciones anchas y planas del sistema llamado cisternas. Estos últimos tienden a organizarse en arreglos paralelos conspicuos como se ve en la mitad inferior de esta figura. Este tipo de retículo con ribosomas adherentes se denomina retículo endoplásmico granular o rugoso para distinguirlo de las áreas que carecen de ribosomas adherentes y, por lo tanto, se llaman retículo endoplásmico agranular o liso. El gran número de partículas de ribonucleoproteína asociadas (ribosomas) hace que las agregaciones de cisternas paralelas sean intensamente basófilas en preparaciones histológicas teñidas.

Las cisternas del retículo son más abundantes en las células que sintetizan grandes cantidades de proteínas para su exportación como producto secretor. Se pueden disponer paralelos en pilas de 2 a 4 de largo, o cuando son muy largas pueden formar sistemas concéntricos extensos como los que se muestran en la página opuesta. En tales matrices paralelas, el lumen de las cisternas es bastante estrecho y las capas sucesivas están a solo 35 nm de distancia.

Figure 169. Rough endoplasmic reticulum in the basal cytoplasm of a pancreatic acinar cell from the bat, Myotis lucifugus

117B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

En preparaciones de microscopía de campo claro, las neuronas motoras se caracterizan por la presencia de grandes bloques angulares de material basófilo llamados cuerpos de Nissl. Cuando se estudió con el microscopio electrónico, se encontró que eran ordenadas matrices de cisternas del retículo endoplásmico. Tienen una apariencia distintiva a diferencia de las acumulaciones de retículo en las células glandulares. Las cisternas fenestradas están separadas por intervalos de 0,2 a 0,5 y estos espacios intermedios están llenos de polirribosomas libres. Además, hay numerosos polirribosomas unidos a las membranas de las cisternas.

Los cuerpos de Nissl de las neuronas difiere así de los cuerpos basófilos de las células glandulares en la mayor separación de las cisternas paralelas y del gran número de polirribosomas libres asociados. Si bien ambos son centros de síntesis de proteínas, las diferencias en la arquitectura del retículo endoplasmático sin duda se relacionan con el diferente destino de la proteína sintetizada. En las células glandulares relacionadas con la síntesis de proteínas para la exportación, la gran mayoría de los ribosomas están asociados con las membranas del retículo. En las neuronas, casi toda la proteína sintetizada es para uso interno en el mantenimiento y la renovación del protoplasma en el pericarión, las dendritas y el axón largo. Se estima que una neurona grande puede renovar hasta un tercio de su contenido de proteína al día. Son los polirribosomas libres los que están involucrados principalmente en este proceso. Se acumula relativamente poco producto en las cisternas del retículo endoplásmico.

Figure 172. Nissl body of a large neuron. (Micrograph courtesy of Sanford Palay.)

117C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Una micrografía ampliada de la periferia de dos células vecinas de acino pancreático de murciélago, permite una comparación de las membranas plasmáticas con las que delimitan las cisternas del retículo endoplásmico rugoso. Las membranas de la superficie celular son ligeramente más gruesas y, aunque hay ribosomas libres en el citoplasma adyacente, ninguna de ellas está en contacto con la superficie interna de la membrana de la superficie. Tienden a estar alineados aproximadamente a 10 nm de distancia de la membrana (ver en las flechas), lo que sugiere que se mantienen alejados de ella por una delgada capa ectoplasmática intermedia. Las membranas del retículo, por otro lado, están tachonadas con numerosos ribosomas adherentes. A aumentos aún mayores, se puede demostrar que estos constan de dos subunidades, una más grande que la otra, y siempre es la subunidad más grande la que está unida a la membrana.

Figure 171. Surface membranes and adjacent endoplasmic reticulum of two pancreatic acinar cells from the bat, Myotis lucifugus

117D- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Glucógeno del hígado de una Salamandra.

Existen diferencias significativas entre especies en el tamaño y la apariencia del glucógeno. En el hígado de anfibios, ilustrado aquí, las partículas son tan pequeñas y de tamaño uniforme que podrían confundirse fácilmente con partículas de la unidad beta. Sin embargo, en micrografías de mayor aumento, se encuentran agregados como las partículas alfa del hígado de mamíferos, pero formadas por subunidades mucho más pequeñas.

Figure 350. Gl ycogen in the liver of rhe salamande r, Batracboseps attenuatus.

118A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Célula plasmática de médula ósea de coballo.

En la célula plasmática que no concentra su producto en discretos gránulos secretores, el almacenamiento tiene lugar dentro de las cisternas del retículo endoplásmico, que se distienden mucho. En la celula ilustrada aquí, las cisternas distendidas con proteínas forman un sistema laberíntico de espacios intercomunicados, separados por tabiques angostos de citoplasma que contienen mitocondrias y ribosomas libres.

Figure 176. Plasma cell from guinea pig bone marrow.

118B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Célula glandular, sección ligeramente oblicua que pasa tangencial a tres cisternas. En cada una de ellos hay largos bucles y espirales que consisten en múltiples ribosomas alineados en la misma molécula de ARN mensajero. La longitud del mensaje y el número de ribosomas que lo traducen están relacionados con el tamaño del polipéptido que se está sintetizando. Se han observado hasta 32 ribosomas en la misma molécula de ARN mensajero en las neuronas (Peters, Palay y Webster, 1976).

Figure 174. Section of reticulum in an adrenocortical cell of a human fetus of 27 weeks. (Micrograph courtesy of Eichi Yamada.)

119A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Hígado de hamaster tratado durante cuatro días con fenobarbital.

El retículo endoplasmático liso es un orgánulo dinámico que responde a una variedad de estímulos endógenos y exógenos. Remmer y Merker (1963) observaron que la administración de fenobarbital a ratas producía una hipertrofia selectiva del retículo endoplasmático liso en el hígado y un aumento correspondiente en la actividad de varias enzimas microsómicas que participan en el metabolismo de las drogas. Posteriormente se descubrió que otros barbitúricos, insecticidas de hidrocarburos halogenados, carcinógenos y una gran variedad de otros compuestos que se metabolizan en el hígado también son potentes inductores de las enzimas metabolizadoras de fármacos y de la hipertrofia del retículo liso. Esta respuesta adaptativa de las células hepáticas que aumenta su capacidad para metabolizar y eliminar las drogas es la base de la tolerancia a los medicamentos observada en los seres humanos. La micrografía adjunta es del hígado de un hámster que recibió inyecciones de fenobarbital en cuatro días sucesivos. El tratamiento ha resultado en una notable hipertrofia del retículo liso, que ahora ocupa casi todo el espacio disponible en el citoplasma. Aunque esta es la única respuesta morfológica obvia de la célula hepática, la síntesis de enzimas metabolizadoras de fármacos adicionales y su incorporación a las membranas recién formadas también implica una síntesis proteica mejorada en el retículo endoplásmico rugoso. Estos hallazgos establecen claramente el metabolismo de compuestos exógenos como una de las principales funciones del retículo endoplásmico en el hígado. Algunas de las mismas oxidasas normalmente están involucradas en el metabolismo de compuestos endógenos solubles en lípidos, como las hormonas esteroides.

Figure 182. Liver of a hamster treated four days with phenobarbital.

119B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra  de rutina.

Glucógeno en un área de una célula hepática rica en retículo endoplásmatico liso.

El glucógeno en las células hepáticas no está uniformemente distribuido por todo el citoplasma, tiende a concentrarse en áreas de retículo endoplásmico liso. En la micrografía se observan numerosas partículas alfa de glucógeno en los intersticios entre los perfiles de retículo liso.

Figure 183. Glycogen in an area of a hamster hepatic cell rich in smooth endoplasmic reticulum.

121A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina (imagen superior).

Técnica de preparación de la muestra de criofractura (imagen inferior).

Las cisternas que componen el complejo de Golgi son delgadas en sus porciones centrales y dilatadas en su periferia. Las matrices paralelas o pilas de cisternas suelen ser curvas, de modo que una cara convexa (que se forma - CIS) se distingue de la cara cóncava (de maduración o de secreción - TRANS). Cuando el orgánulo está relativamente inactivo, las cisternas están ininterrumpidas, muy espaciadas y tienden a tener un espesor uniforme en toda la pila. En las células secretoras activas, los perfiles de las cisternas son más cortos, a menudo fenestrados, y muestran un aumento progresivo en el ancho desde la cara CIS a la TRANS. La figura superior es un ejemplo de un complejo de Golgi relativamente inactivo de una espermátida tardía después de completar la formación del acrosoma.

La figura inferior presenta la apariencia de un Golgi algo más activo. Las fracturas transversales de las porciones periféricas expandidas de las cisternas están indicadas por flechas. Algunas cisternas se muestran de frente y muestran un patrón regular de fenestraciones circulares y zonas adelgazadas que pueden representar etapas formativas de nuevas fenestraciones.

Figure 197. Golgi complex in the caudal cytoplasm of a ram spermatid.

Figure 198. Freeze-fracture replica of a Golgi complex from a guinea pig spermatocyte.

121B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Aparato de Golgi de epidídimo de ratón.

Cuando los tejidos epiteliales son sometidos a impregnación prolongada con osmio, como en algunos de los procedimientos clásicos de tinción para la demostración del aparato de Golgi, las micrografías electrónicas muestran una deposición selectiva de osmio sobre o en los perfiles más externos en la cara CIS de cada pila de cisternas. Las cisternas más cortas cerca de la cara TRANS o en maduración del orgánulo no se convierten en sitios de deposición de osmio, incluso después de largos períodos de exposición al osmio. La base química de esta reacción no se comprende, pero su reproducibilidad y su selectividad para los elementos más externos es indicativa de una polaridad citoquímica y funcional dentro de las acumulaciones de cisternas de Golgi.

Figure 199. Mouse epididymis. Collidine-buffered osmium fixation with 40 hours postosmication at 37' C. (Micrograph courtesy of Daniel Friend.)

121C- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Complejo de Golgi de células de “nuerse” de testículo de insecto.

El contenido de las cisternas de Golgi generalmente se extrae en el transcurso de la preparación de muestras para microscopía electrónica, pero en material favorable se puede conservar. Bajo estas condiciones, hay un gradiente obvio en el contenido de las cisternas desde la cara CIS a la cara TRANS del orgánulo. En la micrografía adjunta, la cisterna exterior fenestrada aparece relativamente vacía, pero hay un aumento progresivo en la densidad de las cisternas sucesivas, y las que están cerca de la cara interna son excesivamente densas. Esta observación es consistente con la interpretación de que el producto celular se concentra y modifica en su paso a través del aparato de Golgi.

Figures 201 and 202. Golgi apparatus of nurse cells from the testis of the insect Oniscus. (Micrograph courtesy of David Phillips.)

122A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Cuando se tiñe mediante el método histoquímico para la tiamina pirofosfatasa, el producto de reacción se localiza en las cisternas más TRANS y las vesículas asociadas en la cara de maduración del complejo de Golgi.

Figure 200. Thiamine pyrophosphatase reaction of the Golgi apparatus in rat epididymis. (Micrograph courtesy of Daniel Friend.)

122B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Las células del epidídimo de mamífero tienen un aparato de Golgi excepcionalmente grande. Los gránulos grandes y densos en la micrografía acompañante se identifican como lisosomas por su reacción histoquímica para la fosfatasa ácida. Los numerosos pequeños perfiles circulares en el citoplasma circundante son secciones de un extenso retículo endoplasmático escasamente disperso.

Figure 210. Supranuclear region of a cell from rabbit epididymis.

123A- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Célula de corteza suprarrenal.

En este tipo celular los lisosomas se encuentran agrupados en la región de Golgi. En estos, la membrana limitante, que es una de sus características definitorias, es claramente visible. A menudo se aplica muy de cerca a contenidos de densidad similar y, por lo tanto, es difícil de resolver.

Figure 263. Region of the cell center from hamster suprarenal cortex.

123B- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Epitelio de la porción proximal del epidídimo de conejo.

Ciertos segmentos del epitelio epididimal normalmente tienen un gran número de lisosomas densos y esféricos concentrados en la región supranuclear de las células columnares. Otros segmentos se caracterizan por numerosos cuerpos multivesiculares en el citoplasma apical.

Figure 271. Micrograph of epithelium from the proximal portion of the cauda epididymis of rabbit. (Micrograph courtesy of Roy Jones.)

1001- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Corte transversal de epitelio monoestratificado cilíndrico que reviste la luz (Lu) del intestino, observado en el microscopio electrónico de transmisión. Note que el epitelio está constituido por dos tipos celulares: células absorbentes (claras) y células secretoras o caliciformes (MD, oscuras). Observe: a) la presencia de microvellosidades en la superficie apical de las células absorbentes; b) las superficies laterales de las células epiteliales adyacentes, con numerosas interdigitaciones (*) y ocasionales desmosomas (flechas); c) el aspecto ultraestructural de las células y la distribución de los organelos (N= núcleo; M= mitocondria; L= gotas lipídicas); d) gotas de secreción mucosa en la célula caliciforme. Note que el epitelio descansa sobre una membrana basal (BM) que lo separa del tejido conjuntivo subyacente. En él se observan capilares (Cp y Cp’) y fibras nerviosas (NF) los que respectivamente nutren e inervan el epitelio, sin penetrar en él. Co: fibras de colágeno; SM: células mioides; F: fibrocito. (Aumento: 7500X).

1002- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Muestra un corte transversal de epitelio seudoestratificado cilíndrico cilíado que reviste la tráquea. Note la distribución alternada de los núcleos de células epiteliales adyacentes que dan a este epitelio un falso aspecto estratificado. Observe en la superficie apical la presencia de cilias, las cuales aparecen cortadas en forma longitudinal (C) u oblicua (C’). En el inset se observan, cilias de corte perfectamente transversal. En este corte es posible analizar la estructura interna, altamente organizada de las cilias, compuesta por 9 pares de dobletes de microtúbulos periféricos, un par de microtúbulos centrales y estructuras proteicas asociadas (brazos de dineina, brazos radiales, puentes de nexina, vaina interna). Debajo del epitelio se observa la membrana basal (MB) y el tejido conjuntivo subyacente. F= fibrocito; Co= fibras de colágeno; El= fibras elásticas. Aumento: 13000X; inset: 97000X.

1003- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Muestra la capa celular basal de la epidermis. Esta capa celular denominada stratum germinativum es la encargada de proporcionar las células para la renovación de las capas superficiales de la piel. Estas células descansan, al igual que en otros epitelios, sobre una lámina de tejido conjuntivo (TC) del que esta separado por una membrana basal (MB). En el caso de la epidermis ese TC se denomina dermis y contiene una alta proporción de fibras de colágeno (Co). Las células epiteliales del estrato germinativo presentan forma alargada, núcleos con predominio de eucromatina, y están cargados de tonofilamentos (T’). La coherencia de la capa epidérmica esta asegurada por numerosos desmosomas (D). En la capa basal de la epidermis se observan también melanocitos o células pigmentarias (PC), que contienen gránulos de pigmento (PG). Estas células tienen un origen embriológico diferente al de la epidermis (cresta neural). Aumento: 9000X.

1004- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Muestra el aspecto ultraestructural de las células acinosas de secreción exócrina del páncreas. Note el gran desarrollo de los organelos citoplásmicos, en particular el retículo endoplásmico rugoso (ER) y del aparato de Golgi (G), y la abundancia de vesículas de secreción o gránulos de zimógeno (Z). Observe la distribución polarizada de los organelos en estás células. El núcleo celular es altamente eucromático y presenta un nucléolo desarrollado. En el inset se observa, un detalle del ER, tachonado de numerosos ribosomas (R), que son responsables de la intensa basofilia que caracteriza las preparaciones ópticas de este tejido. Aumento: 13500X; inset 62000X.

1005- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Muestra los rasgos ultraestructurales de las células de secreción endócrina del páncreas (Islotes de Langerhans). En los islotes es posible observar células con rasgos ultraestructurales diferentes, que se vinculan con funciones diferentes. La célula (1), es una célula beta, productora de insulina. La célula (2) es de tipo alfa, productora de glucagón, y se caracteriza por presentar vesículas de secreción con gránulos densos (SD). En la foto es posible observar dos porciones de células acinosas de secreción exócrina (oscuras) con su característico retículo endoplásmico rugoso altamente desarrollado (ER). Note la marcada diferencia existente entre estás células y las de secreción endócrina. En la micrografía se observa la estrecha relación de las células endócrinas y un capilar sanguíneo (Cp), hacia donde estás células vierten su producto de secreción. Aumento: 10500X.

EO5- Microscopía electrónica de transmisión.

Técnica de preparación de la muestra de rutina.

Imágenes de corte longitudinal de músculo cardíaco. Arriba: imagen de músculo en reposo (diástole). Abajo: imagen de músculo contraído (sístole).

Con las letras A, I, H y Z se indican las distintas regiones del sarcómero. Identifique cuáles de estas regiones reducen su longitud como consecuencia de la contracción muscular. Con la letra M se indican las mitocondrias.