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La siguiente es una lista ordenada de todas las micrografías usadas en los diversos prácticos del curso Biología Celular.
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1A- Microscopía electrónica de transmisión. Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Unión entre células endoteliales de un capilar.
Las características ultraestructurales de los desmosomas incluyen: la presencia de placas densas intracelulares y una línea central densa en el espacio intercelular
Los desmosomas son muy numerosos en epitelios estratificados que están sujetos a estrés mecánico severo. La red asociada de tonofilamentos contribuye a limitar el estiramiento de las células distribuyendo las fuerzas, potencialmente deformantes del tejido, en todo el epitelio. Un ejemplo extremo de desmosomas abundantes se ilustra en un corte a nivel del estrato espinoso de la epidermis en el hocico bovino (un epitelio que está constantemente sometido a flexión durante el pastoreo).
1B- Microscopía electrónica de transmisión. Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Complejo de unión de un epitelio intestinal de rata.
Los componentes del complejo de unión en la zona apical del dominio lateral de la célula epitelial son: 1) la zonula occludens (unión ocluyente, unión hermética, unión estrecha o "tight junction"), 2) la zonula adherens (cinturón de adhesión) y 3) la mácula adherens (desmosoma). La zonula occludens es una especialización tipo cinturón continuo. Las membranas de las células adyacentes convergen y sellan el espacio intercelular en múltiples sectores dentro de esta unión hermética. En las zonula adherens, las membranas se encuentran paralelas a una distancia de 0,2 a 0,5 µm y están separadas por un espacio intercelular de 25 nm. El citoplasma inmediatamente subyacente a las membranas es relativamente electrondenso y es el sitio de inserción de los filamentos orientados transversalmente. El desmosoma o macula adherens es el tercer componente del complejo. Consiste en segmentos paralelos de las membranas opuestas reforzadas por placas densas y separadas por un espacio intermedio de aproximadamente 25 nm. Los haces de tonofilamentos convergen en las placas densas asociadas con la superficie citoplásmica de las membranas opuestas. Los desmosomas se despliegan debajo de la zonula adherens. Los desmosomas son placas espaciadas a intervalos en lugar de bandas continuas,
1C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Zona de contacto entre dos células del estrato espinoso del epitelio de la mucosa bucal (figura superior). El desmosoma es una estructura bipartita formada por la cooperación de dos células. El inicio de la formación de un desmosoma en una célula induce inmediatamente la diferenciación de una especialización complementaria en la célula vecina.
Sector de la superficie basal de una célula de epidermis (figura inferior). Los hemidesmosomas se encuentran espaciados a intervalos regulares a lo largo de la membrana en la base de algunos epitelios escamosos estratificados. Los tonofilamentos (filamentos intermedios) convergen en una típica placa de inserción densa. Otro tipo de filamentos se extienden desde la placa de unión a la lámina basal y participan en la adhesión de la célula a su sustrato.
1D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Uniones comunicantes (gap) del músculo cardíaco de gato.
Las uniones comunicantes del músculo cardíaco se observan mejor en las secciones transversales. El espacio intercelular se estrecha desde 25 a 30 nm a aproximadamente 2 nm. Se encuentran uniones comunicantes muy pequeñas, en los discos intercalares. En su mayor parte, las uniones comunicantes, responsables de la propagación de la onda de despolarización a lo largo del miocardio, se ubican en los sectores orientados longitudinalmente del límite de la célula. Los desmosomas también se encuentran en las superficies laterales de las células del músculo cardíaco, generalmente cerca de las uniones comunicantes.
2A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina (imagen superior).
Técnica de preparación de la muestra mediante criofractura.
Se observan uniones típicas comunicantes o gap. Las membranas de la unidad trilaminar están separadas por un espacio muy estrecho (2nm). En preparaciones de criofractura de uniones comunicantes, la hemimembrana dirigida hacia afuera (cara P) muestra una agregación de partículas intramembrana globulares de 8nm. La cercanía y el patrón depende, hasta cierto punto, de la rapidez de la fijación y la congelación. Las partículas de unión son de tamaño muy uniforme, mientras que otras partículas intramembranales distribuidas aleatoriamente en la cara P tienen dimensiones más variables. En la hemimembrana externa dirigida hacia adentro (cara E), no mostrada aquí, el área de unión exhibe un patrón de fosas poco profundas complementarias al patrón de partículas vistas en la cara P. En las réplicas de la cara P examinadas a gran aumento, es posible observar una pequeña mancha de luz en el centro de cada subunidad globular de la unión (en las flechas). Esto representa el poro o canal que atraviesa cada conexión.
2B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra mediante criofractura.
Cuando se examina la región de unión de las células epiteliales en las preparaciones de criofractura, la zonula occludens aparece como una red de crestas en la cara P de la membrana o un patrón correspondiente de surcos en la cara E. Las crestas que se observan en las réplicas se describen de diversas formas como hebras y se interpretan como matrices lineales de partículas proteicas integrales dentro de las membranas. Algunos de los elementos lineales que forman estos patrones en las membranas opuestas están en registro y están firmemente unidos entre sí. Estos elementos de unión adherentes corresponden a los sitios de fusión de membranas observados en secciones delgadas de zonula occludens. La importancia fisiológica de esta especialización de unión reside en el hecho de que sella el espacio intercelular y constituye una barrera de permeabilidad que limita la difusión a través del epitelio a través de una ruta paracelular.
2C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
La estructura de los desmosomas es similar en una amplia gama de especies animales. Las diferencias que existen probablemente involucran el contenido del espacio entre las dos mitades del desmosoma. Las variaciones de una especie a otra y de un tejido a otro en la susceptibilidad de los desmosomas a la quelación y la digestión enzimática sugieren que puede haber diferencias bioquímicas significativas que no siempre se reflejan en su ultraestructura. Sin embargo, en algunos invertebrados, las dimensiones y el patrón de tinción de la porción extracelular de los desmosomas son claramente diferentes de los que comúnmente se observan en los vertebrados. El espacio entre hemidesmosomas puede ser el doble del ancho habitual.
2D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina (imagen superior).
Técnica de preparación de la muestra mediante criofractura.
Comparación de una sección delgada de un desmosoma típico con un campo similar al que se observa en una criofractura. Asociado con las elevaciones agrupadas interpretadas como tonofilamentos rotos, se encuentran elementos más pequeños que pueden representar los filamentos de enlace entrelazados con bucles de tonofilamentos. En la réplica que se muestra en la figura inferior, la membrana de una célula epidérmica se ha escindido. Se observan cuatro desmosomas en la cara E expuesta. A diferencia de las partículas intramembrana globulares de las uniones gap, las elevaciones de forma irregular vistas en las criofracturas de la membrana en los desmosomas se interpretan como fragmentos de filamentos finos que se han roto en longitudes más o menos largas y han asumido orientaciones variables.
3A- Microscopía electrónica de barrido.
Epitelio de oviducto humano hacia la mitad del ciclo menstrual.
Las diferencias en el tamaño y la forma de los cilios y las microvellosidades son evidentes al explorar las micrografías de la superficie luminal del epitelio que recubre el oviducto de los mamíferos. Los cilios de las células ciliadas se proyectan varios micrómetros por encima de las de células no ciliadas cubiertas con microvellosidades más cortas. El número de células ciliadas en este epitelio está bajo control hormonal por los estrógenos.
3B- Microscopía electrónica de barrido.
Células Hela en Cultivo.
En la micrografía adjunta, se observa que las superficies libres de las células HeLa están cubiertas por un gran número de microvellosidades largas y delgadas que escapan a la detección mediante microscopía óptica y que parecen cortas y relativamente escasas en micrografías de cortes finos. Estos son altamente sensibles al estado nutricional de las células y varían en abundancia en las diferentes fases del ciclo celular.
3C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Epitelio intestinal de gato.
El glicocalix está excepcionalmente bien desarrollado en el borde en cepillo de las células de absorción intestinal. Cada microvellosidad posee finos filamentos ramificados que se entremezclan con los de las microvellosidades vecinas formando una capa continua sobre las vellosidades. Esta capa superficial actúa como una barrera para la penetración de partículas grandes al tiempo que permite que los lípidos emulsionados, las partículas coloidales y las sustancias en solución pasen libremente a través de sus mallas. Es resistente a una variedad de agentes mucolíticos y proteolíticos. La orientación radial predominante de los filamentos y su continuidad con la lámina exterior densa de la membrana subyacente indica que son una parte integral de la superficie de la célula y no simplemente una capa adherente de moco. La base morfológica de esta interpretación es más evidente en las micrografías de mayor aumento que se observan a continuación.
3D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Microvellosidades de células de absorción de epitelio intestinal.
A gran aumento, los filamentos del glicocalix tienen un espesor de 2.5 a 5nm y pueden extenderse de 0.1 a 0.5um más allá de las microvellosidades. Se ramifican repetidamente y en general son algo más gruesos en los sitios de bifurcación. Los filamentos que se irradian desde las microvellosidades adyacentes se entremezclan para formar una malla más o menos continua como se muestra en la figura inferior. Esta apariencia se debe a la superposición de las imágenes de los filamentos más que a la anastomosis real.
4A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra: criograbado profundo.
Borde en cepillo de epitelio intestinal de ratón no tratado y tratado con meromiosina pesada.
Luego del tratamiento con meromiosina S (abajo) los haces centrales de filamentos de actina son separados, y las extensiones que normalmente entrecruzan los haces adyacentes han sido removidas total o parcialmente, de forma que estos están desplazados hacia sus extremos basales (flechas). Observe que los filamentos intermedios (a la izquierda de las figuras) que se asocian con los extremos basales de los filamentos de actina no presentan la misma apariencia que estos últimos y están desplazados.
4B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Borde en cepillo del epitelio intestinal, decorado y no decorado con meromiosina pesada. En la micrografía superior se observa la densificación terminal teñida fuertemente. A mayor aumento también se observan, a lo largo del paquete filamentoso, pequeños puentes laterales (cada 33nm) anclados a la membrana. Los filamentos de actina se extienden hacia el citoplasma, donde se observan además filamentos pertenecientes a la red terminal.
La polaridad de los filamentos de actina se evidencia gracias a los fragmentos de meromiosina pesada. El patrón en forma de punta de flecha es constante en todas las microvellosidades, indicando una polaridad dirigida de forma opuesta a la membrana.
4C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Microvellosidades del ribete en cepillo del epitelio intestinal de gato.
Se muestran secciones longitudinales y transversales del ribete en cepillo, evidenciando los filamentos de actina que forman la parte central de cada microvellosidad. Hacia el extremo de la microvellosidad, se observa una capa de material amorfo electrón-denso asociado con la zona interna de la membrana citoplasmática.
5A- Microscopía electrónica de barrido.
Espermatozoides de conejo sobre endometrio uterino.
5B- Microscopía electrónica de barrido.
Epitelio de oviducto humano hacia la mitad del ciclo menstrual.
Las diferencias en el tamaño y la forma de los cilios y las microvellosidades se observan al explorar las micrografías de la superficie luminal del epitelio que recubre el oviducto de los mamíferos. Los cilios de las células ciliadas individuales se proyectan varios micrómetros por encima de los ápices convexos de células no ciliadas cubiertas con microvellosidades. El número de células ciliadas en este epitelio está bajo control hormonal por los estrógenos.
5C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
En la ciliogénesis, los centriolos únicos recién formados, que operan como cuerpos basales, están dispuestos en filas y orientados perpendicularmente a la superficie de la célula. El extremo adyacente a la membrana funciona como un sitio de nucleación de tubulina para formar los nueve microtúbulos del axonema. Los centriolos llegan a la superficie apical de la célula en diferentes momentos. La polimerización de la tubulina comienza cuando el extremo del centríolo se yuxtapone a la membrana.
En la micrografía se observan cuatro cilios en desarrollo en etapas sucesivas de crecimiento. Los flagelos generalmente surgen de un miembro del par de centríolos colocados en ángulos rectos. El axonema crece desde el que está perpendicular a la membrana. La figura inferior muestra las primeras etapas en la formación de un flagelo del espermatozoide. Las diferentes longitudes de los centriolos distales se pueden atribuir al hecho de que las micrografías no son todas de la misma especie. En (B), el segundo centríolo está fuera del plano de corte. En el desarrollo de la cola espermática, los centriolos participan en la organización de otros componentes además del axonema. En la etapa más avanzada que se muestra (D), ambos centriolos se cortaron longitudinalmente.
5D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Cilias laterales de la branquia de un molusco.
Las células de protozoarios y otros invertebrados presentan cilias ordenadas con muy poco espacio entre ellas, sin microvilli intercalados. El doblete de microtúbulos del axonema tiene dos brazos divergentes que se proyectan desde la subunidad A hacia la B del doblete adyacente. Hacia el par central de microtúbulos se extienden, desde la subunidad A, rayos radiales. El par central esta unido por cortos puentes. La orientación del par central es la misma en la misma célula y la dirección del batido es perpendicular a una línea que une sus centros.
6A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Célula caliciforme de mucosa gástrica de rata.
Existen muchos tipos de células ultraestructuralmente distintas en los tractos respiratorio, gastrointestinal y reproductivo que producen una secreción viscosa llamada moco. Los principales componentes del moco responsable de sus propiedades fisicoquímicas son las glicoproteínas de muy alto peso molecular. Estos consisten en cadenas polipeptídicas extendidas con unidades oligosacáridas que se proyectan desde ellas, y el carbohidrato representa más de la mitad del peso molecular. Las glicosiltransferasas responsables de conjugar los residuos de azúcar con el núcleo de proteína residen principalmente en el complejo de Golgi. Por lo tanto, este organelo tiene un papel importante en la vía secretora. Se identifican diversas categorías de glucoproteínas histoquímicamente: glicoproteínas neutras, ácidas, sialadas y sulfatadas. Estas pueden estar presentes en proporciones variables en las diferentes células secretoras de moco del cuerpo. Por lo tanto, no es sorprendente que la apariencia ultraestructural de los gránulos secretores de las células mucosas varíe considerablemente. Algunos son electron-densos (como los de las células productoras de zimógeno) y otros son electron-lúcidos. Algunos son homogéneos, otros muestran una variedad de patrones de estructura interna. Las células mucosas superficiales de la mucosa gástrica en algunas especies tienen gránulos secretores con un centro electron-denso rodeado por una amplia zona de electron-lúcida.
6B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Túbulo contorneado distal de riñón de cobayo.
En epitelios comprometidos en el transporte activo de iones, numerosas mitocondrias en la base celular se alojan en compartimentos estrechos o procesos interdigitales de células vecinas de tal modo que las mitocondrias se ponen en relación muy estrecha con una gran área de la superficie celular. La micrografía incluye una sección vertical de la base del epitelio del túbulo contorneado distal en el riñón y una sección del capilar peritubular subyacente.
6C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Porción de dos células hepáticas y canalículo biliar de hígado de rata.
Esta micrografía de hígado de rata muestra dos pilas de cisternas de Golgi en las proximidades de un canalículo biliar. Las pequeñas vacuolas en la cara secretora de ambas contienen múltiples partículas de lipoproteínas de muy baja densidad (flechas).
7A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Célula plasmática de medula ósea de cobayo.
La célula plasmática participa activamente en la síntesis de inmunoglobulinas y por lo tanto, presenta un extenso retículo endoplásmico rugoso. Las proteínas sintetizadas se acumulan en la luz del retículo.
7B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Gránulos secretorios de una célula cebada de tejido conectivo de rata.
La secreción se polariza hacia la superficie celular. Varias células errantes de la sangre y el tejido conectivo también son secretorias. Sus gránulos secretores no se concentran hacia un polo de la célula, sino que se distribuyen por todo el citoplasma y pueden descargarse en cualquier parte de la superficie de la célula. El mastocito que se muestra aquí es un ejemplo. Una variedad de agentes inducen la liberación de sus gránulos que contienen histamina y heparina. La membrana de los gránulos puede interactuar con cualquier parte de la membrana celular para liberar su contenido.
7C- Microscopía electrónica de barrido.
Célula 3T3 en cultivo (línea celular derivada de fibroblastos).
Con esta microscopía es posible observar las diferenciaciones de la superficie de la célula involucradas en la pinocitosis. En los extremos de tres de los procesos de esta célula, se observan membranas onduladas. El resto de la superficie de la célula es lisa o presenta microvellosidades dispersas de longitud variable.
7D- Microscopía electrónica de barrido.
Células de exudado peritoneal de ratón.
Topología de la superficie de células libres de la cavidad peritoneal. El patrón característico de los procesos superficiales permite identificar los tipos celulares. Se observa un macrófago y dos linfocitos.
11A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Se muestra un sarcómero longitudinal de dos miofibrillas adyacentes. Se observa que la banda A está compuesta de un conjunto de filamentos de miosina paralelos de 10 a 11 nm de espesor y aproximadamente 1,5 μm de longitud. La banda I consiste en filamentos de actina de aproximadamente 6 nm de espesor que se extienden en cualquier dirección desde la línea central Z. Los filamentos de actina no están confinados a la banda I, sino que penetran una cierta distancia en la banda A, ocupando los espacios intermedios entre los filamentos de miosina. El paréntesis marcado con X indica la región de superposición de los dos conjuntos de filamentos de interdigitación. El paréntesis marcado con Y indica la región central de la banda A, donde hay filamentos de miosina. Esta región corresponde a la banda H de Microscopía de campo claro.
11B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
El glucógeno es una fuente de energía importante para el músculo cardíaco. En este tejido, no se agrega para formar las partículas alfa, sino que se produce como partículas individuales distribuidas a lo largo del sarcoplasma en asociación con las mitocondrias y el retículo sarcoplásmico. Algunas partículas también se producen dentro del material contráctil, con mayor frecuencia entre los filamentos de actina en la banda l. También pueden observarse alineados en filas cortas en los intersticios entre los filamentos de miosina en la banda H. No se encuentran en la región de interdigitación de filamentos de actina y miosina.
11C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo.
Región de interdigitación de los filamentos de actina y miosina al final de la banda A. Los puentes cruzados entre los filamentos de miosina y de actina son claramente visibles. Se puede observar una fina periodicidad axial en los filamentos de actina de la banda I a la izquierda de la figura.
11D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Los cortes transversales a través de la banda A del músculo de insectos voladores muestran una retícula de filamentos notablemente regular. Los filamentos gruesos están dispuestos hexagonalmente y cada uno está rodeado por seis filamentos delgados. En el músculo de insecto, los filamentos de actina están en línea con las filas de filamentos de miosina en todos los ejes. En el músculo de mamífero, están situados en las posiciones trigonales de la red cristalina, de modo que cada uno se comparte con tres filamentos gruesos equidistantes.
12A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
El estudio de la disposición del retículo sarcoplásmico y el sistema de invaginaciones tubulares asociadas del sarcolema se ha visto facilitado por el desarrollo de un método para su tinción selectiva. Después de la fijación en una solución de glutaraldehído que contiene calcio, la fijación posterior en solución de osmio-ferrocianuro da como resultado la tinción de los túbulos T y sarcotubulos del retículo (Forbes et al., 1977). Los segmentos de los túbulos T incluidos en la sección están profundamente teñidos, mientras que las cisternas terminales adyacentes y los sarcotúbulos longitudinales están menos teñidos. Las tríadas están en las uniones A-I. La continuidad del retículo sobre la banda I está oscurecida por las mitocondrias situadas a ambos lados de la línea Z.
12B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
La organización del retículo sarcoplásmico es más simple en anfibios que en los músculos de mamíferos. La micrografía del músculo sartorius de la rana ilustra las diferenciaciones del sistema en relación con un solo sarcómero. En la franja vertical, en el centro de la figura, se observan los componentes del retículo en la delgada capa de sarcoplasma entre dos miofibrillas. En el lado izquierdo, la sección pasa a través de una miofibrilla, por referencia a la cual las especializaciones del retículo se pueden relacionar con bandas específicas. La miofibrilla de la derecha está ligeramente fuera de registro por razones técnicas. Las tríadas del retículo en la parte superior e inferior de la figura se ven opuestas a las líneas Z. Sobre el medio de la banda A, numerosas anastomosis laterales entre sarcotubulos longitudinales forman un collar fenestrado alrededor del medio del sarcómero. El retículo sale del plano de la sección delgada de los extremos de la banda A, de modo que no se muestra la continuidad de los sarcotubulos con las cisternas terminales. Los gránulos densos son partículas de glucógeno en el sarcoplasma entre los túbulos del retículo.
12C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra mediante criograbado profundo.
Los miofilamentos están expuestos en la parte superior derecha. El sarcolema sigue un curso oblícuo ondulante a través de la figura. Adyacente a él está la estrecha red de filamentos finos que constituyen la lámina basal, o lámina externa. En la parte inferior izquierda hay numerosas fibrillas de colágeno del tejido conectivo circundante.
13A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
La micrografía muestra una unión entre dos células cardíacas. Los segmentos transversales del límite celular, que corresponden a los discos intercalares de microscopía óptica, están elaboradamente interdigitados y el citoplasma adyacente contiene una matriz densa alrededor de las terminaciones de las miofibrillas. Los límites de las células laterales orientadas longitudinalmente son rectos y exhiben uniones comunicantes (gap) extensas.
13B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Las uniones comunicantes (gap) del músculo cardíaco se observan mejor en las secciones transversales. El espacio intercelular se estrecha desde el habitual de 25 a 30 nm a aproximadamente 2 nm. Se observa una estructura periódica regular en el interespacio de unión. En general los segmentos transversales de la superficie celular están especializados para la adhesión y transmisión de fuerza desde los miofilamentos de una célula a los de la siguiente a lo largo de la longitud de las fibras. En su mayor parte, las uniones comunicantes, responsables de la propagación de la onda de despolarización a lo largo del miocardio, se ubican en los segmentos orientados longitudinalmente del límite de la célula. Los desmosomas también se encuentran en las superficies laterales de las células del músculo cardíaco, a menudo cerca de las uniones comunicantes (gap).
13C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
La asociación de las mitocondrias con los elementos contráctiles del músculo se ilustra en secciones transversales, como la de la micrografía. Las mitocondrias están uniformemente distribuidas en un campo más o menos continuo de miofilamentos. La distancia de difusión para ATP se minimiza de este modo.
18A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
En las células interfásicas, los microtúbulos irradian comúnmente desde el centrosoma. En células en fase M los microtubulos del huso mitótico convergen hacia un par de centriolos en cada polo de la división. La micrografía muestra microtubulos irradiando de un centriolo en una celula en división. Tales imágenes hicieron suponer que los centriolos actuaban como centros de nucleamiento para el ensamblado de microtubulos. Sin embargo estudios detallados de esta región sugieren que los microtubulos no contactan con los centriolos, sino que finalizan en el material pericentriolar y se asocian a menudo como pequeños cuerpos densos denominados satélites centriolares (flechas).
18B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de sombreado rotativo.
La sección transversal de un centríolo teñido con ácido tánico muestra los protofilamentos de los tripletes en una imagen negativa. Al igual que otros microtúbulos, la pared de la subunidad A tiene 13 protofilamentos de tubulina, mientras que B y C tienen 10. La estructura del núcleo y los radios radiantes se observan con una claridad inusual.
18C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
La figura ilustra el carácter especial del citoplasma pericentriolar que a menudo contiene numerosos satélites. Los microtúbulos etiquetados terminan en uno de los satélites.
18D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
La pared cilíndrica del centríolo está formada por nueve tripletes de microtúbulos orientados longitudinalmente. Un material denso ocupa los intersticios entre los tripletes. Cada triplete está en un ángulo constante de aproximadamente 40 grados con respecto al triplete vecino. El microtúbulo más interno de cada triplete tiene una sección transversal circular y se designa subunidad A y los otros dos B y C. Los dos últimos comparten cada uno un segmento de la pared del microtúbulo adyacente y, por lo tanto, tienen un perfil en forma de C en lugar de una sección transversal circular. La subunidad A tiene dos pequeñas proyecciones divergentes que se asemejan a los brazos en los dobletes del axonema ciliar. Uno de estos se dirige hacia adentro a lo largo de un radio y parece tener un extremo libre apuntando hacia el centro del centríolo. La otra proyección se conecta con la subunidad C del siguiente triplete.
19A - Fotomicrografía de fibras colágenas de una extensión delgada de mesenterio de rata. Nótese la variación de diámetro de las fibras y el curso ondulado de las fibras mayores. La preparación fue teñida con un método argéntico y la fotografía fue reproducida en negativo para imitar el aspecto de las fibras en el material fresco.
19B - Micrografía electrónica de fibrillas unitarias de colágeno. Se observa el característico patrón de estriación transversal.
19C - Fibras elásticas en una extensión de mesenterio de rata, teñido con resorcina fucsina. Nótese que las fibras son más delgadas que las fibras de colágeno y que se ramifican y unen para formar una red de fibras.
19D - Micrografía electrónica de las diferentes formas que pueden generarse al reconstituir colágeno in vitro.
A: Fibrillas con estriación transversal con la periodicidad de 64 nm del colágeno nativo, precipitadas a partir de una solución mediante diálisis frente a NaCl al 1%.
B: Colágeno fibroso de espacio largo producido a partir de una mezcla de glicoproteína ácida alfa 1 sérica y una solución de colágeno dializado frente a agua.
C: Segmento de colágeno de espaciado largo precipitado de una solución ácida de colágeno mediante la adición de ATP.
20A- Microscopía electrónica de transmisión. Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Corte transversal de axón. Se distinguen numerosos perfiles transversales de microtúbulos orientados longitudinalmente con respecto al axón.
20B- Microscopía electrónica de transmisión. Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Sinapsis axo-dendrítica del sistema nervioso central de rata.
La vaina de mielina termina y su axón se expande en un botón terminal que se aplica estrechamente a la superficie de una gran dendrita a la izquierda. La terminal nerviosa está llena de vesículas sinápticas. Se puede observar una estructura electrón-densa, el complejo sináptico, marcada por la flecha.
20C- Microscopía electrónica de transmisión. Técnica de preparación de la muestra de rutina.
La micrografía ilustra las características de una unión neuromuscular. El terminal del nervio está recubierto (arriba) por una porción de una célula de Schwann y está separado de la fibra muscular (debajo) por una hendidura sináptica que contiene una lámina externa. El citoplasma de la terminación nerviosa contiene varias mitocondrias, algunos microtúbulos, varios neurofilamentos y una gran cantidad de vesículas sinápticas.
20D- Microscopía electrónica de transmisión. Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Sinapsis axo-somática y axo-dendrítica.
La terminal nerviosa (en el centro de la figura) hace sinapsis con el cuerpo celular de una neurona en la parte inferior derecha. La terminación nerviosa está llena de mitocondrias y vesículas sinápticas. Dos complejos sinápticos en la interfaz con el cuerpo celular se indican con flechas. A la izquierda, la misma sinapsis del axón con una dendrita. Otra sinapsis axodendrítica se ve en la parte superior de la figura.
21A- Microscopía electrónica de transmisión. Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Corte transversal de nervio periférico. Se distinguen grupos de axones amielínicos encerrados en huecos profundamente invaginados en la superficie de las células de Schwann. Alrededor de cada célula de Schwann hay una lamina externa continua. Es especialmente evidente (marcado por flechas) donde se cruzan los sitios de invaginación de la membrana de la celula de Schwann.
21B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Axón mielinizado.
La vaina de mielina de los nervios periféricos se forma a partir de la membrana de las células de Schwann, envueltas en una espiral alrededor del axón del nervio. Al principio del desarrollo, el axón simplemente ocupa un surco profundo en la superficie de la célula envolvente. Los bordes del surco se unen para encerrar por completo al axón, los segmentos opuestos de la membrana celular de Schwann forman una estructura llamada mesaxón. La mielinización comienza con un alargamiento del mesaxón y su envoltura en un rollo alrededor del axón. A medida que el proceso continúa, el citoplasma, entre giros sucesivos, se extruye progresivamente y la espiral se aprieta para formar una mielina compacta que consta de 20 a 40 capas de membrana.
21C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Fibra nerviosa mielinizada.
Una vaina de mielina en sección transversal aparece como una serie de líneas densas que se alternan con líneas menos densas. Las líneas densas corresponden a la región intracelular de cada vuelta de la vaina, es decir que se forman cuando las superficies internas de las membranas de las células de Schwann se encuentran en contacto. Por otro lado, las líneas menos densas (llamadas líneas intraperiódicas) corresponden al espacio extracelular que queda entre vueltas sucesivas. De esta forma, las líneas intraperiódicas se forman donde las superficies externas de las dos membranas están en contacto.
22A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Motoneurona.
El núcleo (Nuc) presenta un nucléolo (ncl). En el citoplasma se observan algunos organelos, indicados con letras en la micrografía. G: aparato de Golgi; m: mitocondria; NB: retículo endoplásmico rugoso.
22B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Motoneurona.
En una imagen ampliada de un sector de la micrografía 22A se puede observar la estructura del retículo endoplásmico rugoso (ER), así como ribosomas libres y mitocondrias.
22C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Motoneurona.
La porción inicial de la dendrita es gruesa (Den). En la zona superior se observan dos ramas (Den1 y Den2) las cuales son más finas. Se observa parte del aparato de Golgi (G), retículo endoplásmico liso (SR) y mitocondrias (mit).
22D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Motoneurona.
Micrografía del segmento inicial del axón en el punto de salida del cuerpo neuronal (llamado cono axónico). Son visibles los neurofilamentos (nf).
101A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Núcleo de una célula acinar de páncreas, donde la cromatina aparece como agregaciones densas de pequeños gránulos. En este tipo de células, la heterocromatina se dispone en grupos irregulares adyacentes a la envoltura nuclear y alrededor del nucléolo. El ADN que porta los genes del ARN ribosómico se encuentra agrupado en el nucleolo.
Figure 113. Acinar cell from the pancreas of the bat Myotis lucifugus, fixed in glutaraldehyde followed by osmium tetroxide.
101B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Eritroblasto de médula hematopoyética.
Durante la diferenciación de un mismo tipo celular, el patrón de cromatina puede experimentar cambios. Por ejemplo los eritroblastos, en un principio, tienen un patrón de cromatina bastante difuso y un nucleolo prominente. En un estadío posterior, ilustrado en esta micrografía, el patrón se ha vuelto mucho más marcado, con grandes masas de heterocromatina distribuidas por todo el núcleo. En esta etapa, la síntesis de hemoglobina todavía está en progreso. Numerosos polirribosomas están presentes en el citoplasma, y se pueden identificar partículas de hemoglobina tanto en el citoplasma como en las áreas intercromosómicas del nucleoplasma.
Figure 115. Polychromatophilic erythroblast from guinea pig bone marrow.
101C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Eritroblasto de médula hematopoyética.
Se observa una etapa más avanzada de condensación nuclear en el eritroblasto. El tamaño nuclear disminuye y aumenta la cantidad de heterocromatina. El núcleo condensado ahora es metabólicamente inerte y pronto será extruido. Aunque la síntesis de hemoglobina continuará durante algún tiempo en el citoplasma, gradualmente se detiene ya que el suministro de ARN mensajero se va agotando progresivamente en esta célula anucleada.
Figure 116. Orthochromatic erythroblast (normoblast) from guinea pig bone marrow.
102A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
La micrografía muestra un neutrófilo joven con un núcleo relativamente simple. A modo de comparación, en el recuadro se presenta una micrografía de dos células más antiguas con núcleos altamente lobulados.
Los núcleos de forma elaborada generalmente ocurren en células de larga vida, totalmente diferenciadas que son metabólicamente muy activas, pero la lobulación nuclear puede ocurrir en células en etapa terminal en las que la síntesis de proteínas es mínima. Un ejemplo es el leucocito neutrofilo, una célula que exhibe un aumento progresivo en la lobulación nuclear con el tiempo. La actividad sintética disminuye progresivamente a medida que la célula envejece. Por lo tanto, la importancia del aumento en el área superficial del núcleo en este tipo de células es oscura.
102B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Aunque los núcleos de todas las células somáticas en una especie animal dada contienen la misma cantidad de ADN, existen diferencias marcadas de tejido a tejido en la cantidad y distribución de la heterocromatina. La forma condensadade la cromatina es transcripcionalmente inactiva, por lo que las células con poca heterocromatina suelen considerarse más activas en la síntesis de proteínas. La célula plasmática que se muestra aquí tiene abundante heterocromatina en un patrón característico de grandes bloques alrededor de la periferia y una gran masa en el centro. Tal patrón de cromatina podría ser inesperado en una célula que sintetiza activamente inmunoglobulina. Pero la cantidad de proteína sintetizada es pequeña en relación con la de muchas células glandulares y es probable que esta célula altamente especializada necesite solo una pequeña fracción de su ADN en una forma activa para dirigir el estrecho espectro de actividades sintéticas realizadas en su citoplasma.
102C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Hay otros ejemplos llamativos de núcleos multilobulados. Por ejemplo, las células principales del epitelio que recubre el epidídimo en algunas especies de mamíferos tienen una lobulación extraordinaria de los núcleos. Esto también se ve en el epitelio del conducto deferente humano.
102D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Espermatozoide de ratón.
El ejemplo más extremo de condensación de cromatina se encuentra en el núcleo de un espermatozoide maduro.
A fines de la espermiogénesis, las histonas ricas en lisina del núcleo se reemplazan por histonas ricas en arginina. Esto es seguido por una reorganización completa de la cromatina que implica una secuencia de cambios morfológicos: la cromatina se compacta en una masa densa y homogénea tomando la forma de la cabeza del espermatozoide de esta especie. La función del núcleo del esperma es únicamente transmitir información genética de una generación a otra.
103A- Diagrama de la estructura de la cromatina.
El ADN de las regiones espaciadoras entre nucleosomas es de longitud variable y consta de 10 a 70 pares de bases. La histona H1 está asociada a estos segmentos.
La figura adjunta intenta describir las características principales de la organización de la heterocromatina. La doble hélice de ADN se envuelve una vuelta y tres cuartos alrededor de un núcleo de nucleosoma que consta de dos moléculas cada una de las histonas H4, H3, H2A y H2B, cuando las fibras de cromatina se extienden al máximo como se indica en la parte inferior del dibujo, tienen una apariencia de cuentas en una cadena. La histona H1 se asocia con segmentos espaciadores de longitud variable entre nucleosomas sucesivos. Cuando no se extienden experimentalmente, los nucleosomas y el ADN espaciador se compactan en un filamento de nucleoproteína de 10 nm más o menos uniforme. Esto, a su vez, se cree que está helicoidalmente enrollado alrededor de un canal central con seis nucleosomas por giro. El solenoide resultante corresponde a la fibra de nucleoproteína básica de 30 nm de heterocromatina presente en el núcleo intacto. Como se muestra aquí, el diámetro de la doble cadena de ADN es pequeño en relación con las dimensiones del nucleosoma.
103B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de tinción negativa.
Cuando los contenidos de núcleos de eritrocitos anfibios se prepararon para microscopía electrónica mediante extendido de la cromatina sobre la superficie del agua, desecación al punto crítico y sombreado con carbono y platino se observan fibras de 20 a 30 nm (micrografía superior). Después del pretratamiento con agentes quelantes, la cromatina en tales preparaciones apareció como filamentos nudosos de 10 nm (Ris, 1968).
103C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Sección delgada de núcleo, se aprecia la naturaleza filamentosa de la cromatina.
Cuando se examinaron algunas células con heterocromatina abundante, como el eritrocito anfibio en la micrografía superior, en secciones muy delgadas, se observaron perfiles alargados (ver en las flechas), lo que sugirió que las subunidades de la cromatina inactiva eran filamentos de 20 nm.
104A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de tinción negativa. Extendido de cromosoma metafásico al cual se le han extraído las histonas.
Un núcleo de mamífero típico de 4 a 5 um de diámetro contiene una cantidad de ADN que extendido podría medir casi un metro. El enrollamiento ordenado y la condensación de esta gran longitud de ADN en el pequeño volumen ocupado por los cromosomas depende de su asociación altamente específica con las histonas y las proteínas no histónicas. Mediante el tratamiento de los cromosomas con sulfato de dextrano y heparina, se pueden extraer casi todas las histonas y muchas de las otras proteínas. Cuando dichos cromosomas carentes de histonas se extienden sobre rejillas y se examinan con el microscopio electrónico, se observa una gran superficie de filamentos de ADN no condensados. El radio uniforme del halo sugiere que el ADN existe en bucles largos de 20 a 24 um de longitud con ambos extremos anclados uno cerca del otro en un armazón de proteína que mantiene la forma general del cromosoma.
104B - Área de la figura superior observada a mayor magnificación.
105A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Célula metabólicamente muy activa. Presenta un núcleo con mucha eucromatina, nucleolo y retículo endoplásmico rugoso muy desarrollados, indicando una abundante síntesis de ribosomas y de proteínas.
105B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Típico nucléolo observado a alta magnificación. Se observan tres zonas con distinta densidad electrónica, una zona fibrilar distribuida en varias masas esféricas, homogéneas de relativamente baja densidad. Adyacentes a éstas se observa una zona electrondensa que corresponde a la zona fibrilar densa. Ambas zonas están inmersas en un material granular llamado zona granular.
105C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Algunos tipos de células tienen un nucleolo extremadamente compacto. Tal es el caso del hepatocito de salamandra que se muestra aquí. Este nucleolo denso y esférico tiene una organización concéntrica con una región central aparentemente compuesta en su totalidad de fibrillas finas rodeadas por una zona periférica rica en gránulos.
105D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de tinción negativa.
Durante el crecimiento temprano de ovocitos anfibios, en cada núcleo se forman cien o más nucleolos. Cuando estos se aíslan y se disocian en el agua, se desenreda el núcleo fibrilar del nucleolo, que consiste en un filamento de aproximadamente 3 nm de diámetro que se cree que es una doble hélice de ADN.
En intervalos a lo largo de la hebra axial de ADN, hay segmentos de 2 a 2,5 μm decorados con aproximadamente 100 filamentos laterales delgados de longitud progresivamente creciente desde un extremo de la unidad al otro. Estos se interpretan como moléculas parcialmente transcritas de ARN 45s. Los filamentos más cortos en un extremo son el producto de la transcripción iniciada recientemente. Los filamentos más largos en el otro extremo son moléculas de ARN casi completas. El pequeño botón o engrosamiento en el extremo de los filamentos laterales se cree que representa el comienzo del plegamiento de la molécula del ARN precursor ribosómico. Estos segmentos con forma de botella o de árbol de Navidad parecen representar un gen que codifica el precursor del ARN ribosómico. Muestra muy claramente que muchas moléculas se sintetizan simultáneamente en cada gen. Esta notable micrografía fue la primera demostración visual de un gen individual y su producto de transcripción asociado.
106A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Se observan las dos membranas que forman la envoltura nuclear y el espacio perinuclear. En varios puntos sobre la superficie del núcleo la cisterna perinuclear esta atravesada por poros nucleares. Los poros coinciden con pequeñas áreas de baja densidad que interrumpen la capa de heterocromatina del núcleo.
Cuando los poros nucleares se examina a alta magnificación, hay una fuerte sugerencia de un diafragma de poro transversal. Sin embargo, ahora se acepta generalmente que esta apariencia no se debe a la presencia de un septo completo, sino que es una consecuencia de la superposición de las imágenes de ocho gránulos pequeños o filamentos dispuestos radialmente unidos al aspecto interno del poro membranoso. Un componente inconstante del complejo de poros es un reborde o reborde delgado que rodea el poro membranoso y se proyecta hacia la cisterna perinuclear. Esto es discernible en la figura superior (en la flecha). Contorneado por flechas en la figura inferior, se encuentra un canal o área de rarefacción típica en la cromatina periférica comúnmente observada que se extiende hacia adentro desde un poro nuclear.
106B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
En las células de los vertebrados, la lámina fibrosa es menos notoria y a menudo se pasa por alto, especialmente cuando está muy teñida y tiende a coincidir con la densidad de los grupos periféricos de heterocromatina. En el núcleo de una célula epitelial del intestino de anfibios que se muestra aquí, puede verse como una capa densa continua de aproximadamente 60nm de espesor interpuesta entre la membrana nuclear interna y la heterocromatina.
106C- Microscopía electrónica de transmisión. Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Porción del núcleo y citoplasma adyacente de un ovocito de renacuajo. Ocasionalmente se observan filamentos extendiéndose hacia un poro nuclear (flechas) y emergiendo del lado citoplásmico. Estas imágenes se interpretan como productos génicos en tránsito hacia el citoplasma.
107A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de criofractura.
Núcleo de un espermatocito.
Este tipo de preparación de la muestra permite observar un área de la envoltura nuclear y el patrón de distribución de los poros nucleares. En contraste con la distribución aleatoria de los complejos de poro en las células somáticas, este tipo de núcleo presenta áreas de poros muy cercanos y áreas libres.
107B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de criofractura.
Envoltura nuclear de una célula acinar de páncreas.
El plano de escisión ha seguido a la membrana interna y luego se ha roto a través de la envoltura nuclear y hacia el citoplasma. Las dos membranas, la cisterna perinuclear interpuesta y varios poros (en las flechas) se ven por lo tanto en el borde. Las otras estructuras limitadas por membrana en la parte superior de la figura son elementos tubulares y cisternal del retículo endoplásmico.
107C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de tinción negativa.
Envoltura nuclear de ovocito.
La porción membranosa del complejo de poros se visualiza claramente en secciones delgadas o en réplicas de fractura por congelación. Los otros constituyentes del complejo de poros se pueden estudiar con ventaja en envolturas nucleares aisladas de ovocitos anfibios teñidos negativamente con fosfotungstato. En la figura superior, el medio de contraste claramente delinea ocho áreas luminosas de electrones alrededor de cada poro. Estos corresponden a las imágenes superpuestas de 16 gránulos, ocho espaciados uniformemente alrededor del borde del poro en el aspecto interno de la envoltura nuclear, y ocho en una ubicación correspondiente en su aspecto exterior. Un gránulo central también es evidente en muchos de los poros. En la figura inferior, el componente membranoso de los poros se ve en una imagen negativa. Su contorno parece ser poligonal en lugar de circular. Cuando la imagen negativa de un poro se somete al análisis de rotación de exposición múltiple Markham, el contorno es claramente octagonal (ver recuadro).
108A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Hendidura sináptica de una unión neuromuscular.
Al aumentar la liberación transemitente con estimulación en presencia de 4aminopiridina y la rápida congelación de la unión mielo-ural, ha sido posible capturar las vesículas sinápticas en el proceso de exocitosis. La micrografía de alta magnificación adjunta muestra los elementos pre sináptica (derecha) y postsináptica (izquierda) de la unión neuromuscular de la rana. Se ven varias vesículas sinápticas que conectan su contenido con la hendidura sináptica.
108B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Corte transversal de microvellosidades de epitelio intestinal.
Cuando el plasmalema tiene un contorno desigual, su orientación con respecto al plano de la sección delgada cambia y la apariencia trilaminar de la membrana no se ve si el plano de sección es ligeramente oblicuo. En la micrografía el borde en cepillo del epitelio intestinal, la orientación constante de las microvellosidades estrechamente empaquetadas facilitó la obtención de verdaderas secciones transversales de su membrana limitante en todo el campo. La sección transversal de cada microvellocidad está limitada por dos líneas densas de grosor similar separadas por una zona intermedia más clara. No todas las membranas celulares exhiben este grado de simetría. En algunos, la línea densa externa es más delgada que la interna.
108C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de criofractura.
Área no especializada de las membranas de células de Sértoli adyacentes, testículo de Cobayo.
La semi-membrana interna dirigida hacia afuera, llamada cara P, muestra numerosas partículas de 6 a 9nm distribuidas al azar sobre la cara de la fractura. La semi-membrana exterior dirigida hacia adentro, llamada cara E, es relativamente lisa, mostrando solo partículas adherentes ocasionales. El plano de fractura se rompe a través de un espacio intercelular y escinde la membrana de la célula adyacente, exponiendo su cara de fractura P en la mitad inferior de la figura. Los tipos de células varían en actividad metabólica y sus membranas varían en su contenido de proteína.
108D- Microscopía electrónica de barrido.
Estadio temprano de la fertilización in vitro de un ovocito de hámster.
Los microvellosidades cubren la superficie libre de muchos tipos de células, incluido el óvulo de mamífero. Son estructuras lábiles que aumentan o disminuyen rápidamente en número en respuesta a las condiciones ambientales o a los cambios en la actividad metabólica de la célula. En la fertilización de mamíferos, ilustrada aquí, la región postacrosómica de la cabeza del espermatozoide entra en contacto con la superficie microvellositaria del ovocito y las dos membranas celulares se unen.
A medida que la cabeza del espermatozoide se hunde en el ooplasma, las microvellosidades se vuelven a formar rápidamente en la membrana híbrida que recubre la mitad caudal de la cabeza del espermatozoide, como se muestra en la figura inferior. El resto de la cabeza y el flagelo son finalmente engullidos y el núcleo del esperma se descondensa para formar el pronúcleo masculino.
108D*- Microscopía electrónica de barrido.
Estadio temprano de la fertilización in vitro de un ovocito de hámster.
Los microvellosidades cubren la superficie libre de muchos tipos de células, incluido el óvulo de mamífero. Son estructuras lábiles que aumentan o disminuyen rápidamente en número en respuesta a las condiciones ambientales o a los cambios en la actividad metabólica de la célula. En la fertilización de mamíferos, ilustrada aquí, la región postacrosómica de la cabeza del espermatozoide entra en contacto con la superficie microvellositaria del ovocito y las dos membranas celulares se unen.
A medida que la cabeza del espermatozoide se hunde en el ooplasma, las microvellosidades se vuelven a formar rápidamente en la membrana híbrida que recubre la mitad caudal de la cabeza del espermatozoide, como se muestra en la figura inferior. El resto de la cabeza y el flagelo son finalmente engullidos y el núcleo del esperma se descondensa para formar el pronúcleo masculino.
109A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Corte longitudinal de una mitocondria y citoplasma circundante de una célula pancreática.
Una mitocondria en sección exhibe la organización interna característica ilustrada en la micrografía electrónica acompañante. Se observa una membrana externa contorneada de aproximadamente 7 nm de grosor. Dentro de esta membrana limitante y separada de ella por un espacio de 8 a 10nm de ancho se encuentra una membrana interna. La membrana interna tiene numerosas crestas mitocondriales, que se proyectan hacia el interior del orgánulo. Estas son de longitud variable y forman una serie de septos transversales incompletos. Las membranas de la mitocondrias delimitan dos compartimentos. La estrecha hendidura entre la membrana externa e interna y que se extiende hacia el interior entre las hojas de las crestas se llama espacio intermembrana. La gran cavidad limitada por la membrana interna y sus crestas se denomina matriz mitocondrial.
109B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Mitocondria de una célula vegetal
El ADN se observa como filamentos ubicados en la matriz. Además de los filamentos de ADN, hay una serie de pequeñas partículas densas de tamaño uniforme. Estas son partículas de ribonucleoproteína (RNP) comparables en composición y función a ribosomas citoplásmicos. En las mitocondrias de las células animales, estas son generalmente opacadas por una matriz relativamente electron-densa.
109C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
El septo de las mitocondrias en división consta de dos membranas separadas por un espacio intermedio estrecho con dimensiones similares a las de un espacio intermembrana. El tabique no es simplemente una cresta modificada, sino una estructura distintiva formada a partir de la membrana mitocondrial interna para su papel específico de partición en la división del organelo. Un pliegue circunferencial de la membrana externa invade el espacio entre las membranas septales y cuando sus bordes de avance se unen y se fusionan, se completa la separación de las mitocondrias.
Las micrografías adjuntas representan tres de las etapas en la división mitocondrial. En A, el borde libre del tabique en desarrollo aún no ha alcanzado el lado opuesto del orgánulo. En B, la penetración asimétrica del pliegue de la membrana externa es evidente. En C, la separación de las mitocondrias está completa.
110A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Las mitocondrias del tejido adiposo pardo son numerosas y tienen una extensa superficie de membrana interna. La micrografía adjunta muestra parte de una célula adiposa de la región interescapular de un murciélago recolectada cerca del final de su período de hibernación. La célula está agotada de lípidos y la mayor parte del citoplasma está ocupada por grandes mitocondrias esféricas. El número inusual de mitocondrias en este tejido y sus crestas abundantes se cree que están relacionadas con los altos requerimientos de energía para la síntesis de grasa a partir de carbohidratos. En las mitocondrias de este órgano, la oxidación está incompletamente acoplada a la fosforilación. Por lo tanto, durante la salida de la hibernación, gran parte de la energía de la oxidación de la grasa se disipa en forma de calor que ayuda a elevar la temperatura del cuerpo a la normalidad.
110B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Un delgado pliegue de la membrana interna es la configuración más común de las crestas mitocondriales. Una forma alternativa, que se encuentra en muchos protozoos y en ciertos órganos de los metazoos, es una vellosidad delgada o túbulo ciego. Entre los tejidos de mamíferos, las mitocondrias con crestas tubulares se observan con frecuencia en células secretoras de esteroides, como las células de Leydig del testículo, las células del cuerpo lúteo y las células de la corteza suprarrenal (observadas en la imagen). El interior de estas mitocondrias largas está lleno de crestas tubulares no ramificadas de diámetro uniforme, que se extienden casi a todo lo ancho del orgánulo. Su forma tubular es evidente en varios lugares, indicados por flechas, donde se han cortado transversalmente y presentan perfiles circulares.
110C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Una de las acumulaciones locales más llamativas de mitocondrias en el cuerpo se encuentra en el segmento interno de los bastones y los conos de la retina. Las mitocondrias están estrechamente empaquetadas, son muy largas y tienen un patrón complejo de crestas curvas. La micrografía adjunta muestra el segmento interno de un cono, flanqueado por los segmentos internos de dos bastones. Las mitocondrias tienen varios micrómetros de longitud y las del cono parecen tener una matriz más electron-densa. Los eventos moleculares relacionados con la transducción de energía y la amplificación en los fotorreceptores todavía son poco conocidos, pero la notable concentración de mitocondrias cerca de la región fotosensible de la célula indica que el proceso tiene altos requerimientos de energía.
110D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
En la parte media del espermatozoide de casi todos los vertebrados, el axonema está rodeado por una vaina de mitocondrias. En los mamíferos, como el lirón ilustrado aquí, las mitocondrias alargadas están dispuestas de extremo a extremo en una hélice. Por lo tanto, en las secciones longitudinales de la cola del espermatozoide, las mitocondrias se observan en sección transversal. Su relación íntima con las fibras densas externas y el axonema de la cola del espermatozoide facilita la difusión de ATP, que es esencial para la motilidad.
111A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Micrografía de conducto eferente de la ardilla Citellus lateralis.
Figure 219. Micrograph of a cell from the ductulus efferens of the ground squirrel, Citellus lateralis. (Micrograph courtesy of Jeffrey Pudney.)
111B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Aquí se presentan dos formas de crestas tubulares para comparar. Se cree que los pequeños gránulos en la matriz densa en la figura inferior son ribosomas mitocondriales. Esta micrografía muestra que son más pequeños que los ribosomas en el citoplasma circundante.
111C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Las células secretoras de esteroides también exhiben una diversidad inusual en la forma de las crestas en sus mitocondrias. Las que se muestran aquí, por ejemplo, tienen pequeñas crestas alveolares a lo largo de la membrana interna, crestas lamelares orientadas longitudinalmente (flechas simples) y haces de túbulos paralelos que cursan en varias direcciones en la matriz (flechas dobles).
111D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Una de las configuraciones más llamativas y desconcertantes de las crestas mitocondriales son los túbulos prismáticos que son invariablemente triangulares en sección transversal. Estos se describieron por primera vez en el músculo (Revel et al., 1963) pero desde entonces se han encontrado esporádicamente en muchos tejidos y muchas especies.
Las grandes mitocondrias esféricas de la corteza suprarrenal de rata, que se muestran en la figura inferior, a menudo se describen como que tienen crestas vesiculares, pero una exploración más detallada revela que probablemente sean túbulos con ramas alveolares (ver en las flechas). En la sección, tanto los túbulos como sus ramas tienen perfiles circulares que se han interpretado erróneamente como vesículas que flotan libremente en la matriz.
112A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Microtúbulo citoplasmático cortado transversalmente. Se ven los 13 protofilamentos característicos.
112B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Las micrografías adjuntas permiten una comparación de la apariencia de paredes lisas de los microtúbulos ensamblados en ausencia de MAP (figura superior) con la aparición difusa de microtúbulos ensamblados en su presencia (figura media). En las figuras inferiores, los filamentos radiantes visibles en la figura de la derecha son evidentemente responsables de un espaciamiento más uniforme de los microtúbulos que el visto a la izquierda con microtúbulos que carecen de MAP.
112C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
El huso mitótico está compuesto por microtúbulos (MTs) que irradian desde el material amorfo que rodea los centriolos, localizados en los polos de la célula mitótica. El huso mitótico incluye MTs “cinetocóricos” que van desde los centriolos hasta los cinetocoros de los cromosomas, MTs “astrales” cortos que irradian desde los centriolos y se dirigen hacia la periferia celular, y MTs “polares” que irradian desde los centriolos y se interdigitan a nivel de la placa ecuatorial.
En la micrografía se observan MTs cinetocóricos y MTs polares. La región del cromosoma observada no corresponde al cinetocoro.
112D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Axón gigante del sistema nervioso central de una lamprea.
Se observan múltiples vesículas sinápticas, algunas de ellas asociadas a microtúbulos. Estos elementos del citoesqueleto sirven para transportar dichas vesículas hasta las terminales nerviosas.
113A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
El manchette es uno de los pocos ejemplos inequívocos de una estructura de microtúbulos que termina en la membrana celular. Como se ilustra en la micrografía adjunta, sus microtúbulos constituyentes terminan en una matriz subplasmalemática densa vista en la parte superior de la figura. Este material ocupa la concavidad en una cresta anular prominente en la superficie celular alrededor de la porción caudal del núcleo espermático. En este caso, la unión de microtúbulos no parece ser un ejemplo de control citoesquelético de proteínas transmembrana, sino que simplemente proporciona un origen fijo a partir del cual los microtúbulos polimerizadores se alargan para lograr la deformación interna necesaria para la elongación espermática.
113B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Núcleo y manchette adyacente en una espermátida de roedor.
Los microtúbulos que componen el manchette se unen en un patrón irregular por medio de un delgado puente cruzado como se ve en las flechas en las micrografías adjuntas. Se observan vínculos similares en otros organelos compuestos por microtúbulos, como los axonemas de Heliozoa y las fibras Stentor. Hay evidencia de que los puentes se conectan a ciertos protofilamentos especificados y se proyectan en un ángulo fijo al túbulo. La variedad limitada de patrones geométricos mostrados por las matrices de microtúbulos es evidentemente una expresión de las mismas.
114A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Citoplasma de una célula de Sértoli en cultivo.
En las células en su entorno normal in vivo, los filamentos de actina de 6 a 7 nm que se presentan individualmente o en pequeños grupos se entrelazan para formar una malla compleja en el citoplasma. Cuando los mismos tipos de células se explantan y se mantienen en cultivo, los filamentos tienden a agregarse en haces gruesos. En la micrografía adjunta de una célula de Sertoli in vitro, hay muchos filamentos individuales y varias agregaciones grandes de filamentos paralelos. Los últimos corresponden a las "fibras de estrés".
114B- Microscopía fotónica, barrido láser confocal.
Fibroblasto de piel humana inmunomarcado indirectamente, con anticuerpos específicos anti-actina.
Cuando el anticuerpo contra la actina se agrega al medio de cultivo de células aplanadas extendidas sobre el sustrato, se observan haces largos y rectos de filamentos que atraviesan el citoplasma perinuclear y se extienden hacia los procesos celulares. Corresponden a las llamadas "fibras de estrés" que se ven en las células vivas mediante microscopía de contraste de fase y a haces de filamentos de 6 nm vistos en micrografías electrónicas (Goldman et al., 1975). Aunque la apariencia rígida de estos haces de microfilamentos podría sugerir que son elementos del citoesqueleto estáticos, su rápida reorganización durante los cambios locomotores en el contacto célula-sustrato indica que son parte de un sistema dinámico involucrado en la motilidad celular.
114C- Microscopía fotónica de epifluorescencia.
Fibroblasto de piel humana inmunomarcado indirectamente con anticuerpos anti-tropomiosina.
La tropomiosina también se asocia con filamentos de actina en células no musculares. Experimentos de inmunofluorescencia sobre líneas celulares en cultivo usando anti-tropomiosina revela un patrón lineal de haces de fibras indistinguibles del observado con el anticuerpo fluorescente que detecta actina.
115A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Filamentos de 10nm en el citoplasma de un fibroblasto 3T3 en cultivo.
Los filamentos de 10 nm siguen un curso recto o ligeramente curvado a través del citoplasma. Pueden ocurrir individualmente o asociados en paquetes mal organizados. Aquí se muestra su apariencia típica en una célula 3T3 en cultivo. No es posible obtener de las micrografías electrónicas una impresión de la distribución general de los filamentos dentro de la célula. Para este propósito, el uso de anticuerpos fluorescentes y microscopía óptica es más útil.
115B- Microscopía fotónica de epifluorescencia.
Inmunofluorescencia de un miofibroblasto marcado con anticuerpos anti-vimetina (proteína de filamentos intermedios).
116A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo y sombreado rotativo.
Las micrografías resultantes tienen la calidad tridimensional de las micrografías electrónicas de barrido y la alta resolución del microscopio electrónico de transmisión (Heuser, 1979). En esta micrografía se observan filamentos de actina.
116B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo y sombreado rotativo.
A mayor aumento del citoesqueleto en la micrografía acompañante, se observa que dos "fibras de estrés" se componen de haces de filamentos que son continuos en sus márgenes con elementos de la malla microtrabecular general, lo que sugiere fuertemente que las dos son configuraciones alternativas de la misma proteína estructural.
116C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo y sombreado rotativo.
Citoesqueleto del citoplasma cortical de una celula 3T3 en cultivo. En la figura inferior se observan dos microtubulos que pasan por la red de filamentos.
116D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de criograbado profundo y sombreado rotativo.
Actina purificada, mostrando una periodicidad similar a la observada en la red microtrabecular de la matriz citoplasmica.
En la figura inferior se ha decorado la actina purificada con meromiosina pesada. Claramente se observa un patrón tipo helicoidal en forma de cuerda gracias al anclaje de la meromiosina.
117A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Retículo endoplásmico rugoso en el citoplasma basal de una célula de acino pancreático de murciélago.
El retículo endoplásmico es una red continua de canales de membrana unidos entre si. Sin embargo, la continuidad del sistema no es evidente en secciones delgadas, donde aparece como perfiles circulares o alargados separados, como los que se ven en la micrografía adjunta. Los perfiles circulares y elípticos tachonados con pequeños ribosomas densos son secciones transversales u oblicuas de elementos tubulares serpenteantes, y los perfiles alargados son secciones a través de dilataciones anchas y planas del sistema llamado cisternas. Estos últimos tienden a organizarse en arreglos paralelos conspicuos como se ve en la mitad inferior de esta figura. Este tipo de retículo con ribosomas adherentes se denomina retículo endoplásmico granular o rugoso para distinguirlo de las áreas que carecen de ribosomas adherentes y, por lo tanto, se llaman retículo endoplásmico agranular o liso. El gran número de partículas de ribonucleoproteína asociadas (ribosomas) hace que las agregaciones de cisternas paralelas sean intensamente basófilas en preparaciones histológicas teñidas.
Las cisternas del retículo son más abundantes en las células que sintetizan grandes cantidades de proteínas para su exportación como producto secretor. Se pueden disponer paralelos en pilas , o cuando son muy largas pueden formar sistemas concéntricos extensos como los que se muestran en la imagen. En tales matrices paralelas, el lumen de las cisternas es bastante estrecho y las capas sucesivas están a solo 35 nm de distancia.
117B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
En preparaciones de microscopía de campo claro, las neuronas motoras se caracterizan por la presencia de grandes bloques de material basófilo llamados cuerpos de Nissl. Cuando se estudió con el microscopio electrónico, se encontró que eran ordenadas matrices de cisternas del retículo endoplásmico rugoso. Tienen una apariencia distintiva a diferencia de las acumulaciones de retículo en las células glandulares. Las cisternas fenestradas están separadas por intervalos de 0,2 μm a 0,5 μm y estos espacios intermedios están llenos de polirribosomas libres. Además, hay numerosos polirribosomas unidos a las membranas de las cisternas.
Los cuerpos de Nissl de las neuronas difieren así de los cuerpos basófilos de las células glandulares en la mayor separación de las cisternas paralelas y del gran número de polirribosomas libres asociados. Si bien ambos son centros de síntesis de proteínas, las diferencias en la arquitectura del retículo endoplasmático sin duda se relacionan con el diferente destino de la proteína sintetizada. En las células glandulares relacionadas con la síntesis de proteínas para la exportación, la gran mayoría de los ribosomas están asociados con las membranas del retículo. En las neuronas, casi toda la proteína sintetizada es para uso interno en el mantenimiento y la renovación del protoplasma en el pericarion, las dendritas y el axón largo. Se estima que una neurona grande puede renovar hasta un tercio de su contenido de proteína al día. Son los polirribosomas libres los que están involucrados principalmente en este proceso. Se acumula relativamente poco producto en las cisternas del retículo endoplásmico.
117C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Una micrografía ampliada de la periferia de dos células vecinas de acino pancreático de murciélago, permite una comparación de las membranas plasmáticas con las que delimitan las cisternas del retículo endoplásmico rugoso. Las membranas de la superficie celular son ligeramente más gruesas y, aunque hay ribosomas libres en el citoplasma adyacente, ninguno de ellos está en contacto con la superficie interna de la membrana de la superficie. Tienden a estar alineados aproximadamente a 10 nm de distancia de la membrana (ver en las flechas), lo que sugiere que se mantienen alejados de ella por una delgada capa ectoplasmática intermedia. Las membranas del retículo, por otro lado, están tachonadas con numerosos ribosomas. A aumentos aún mayores, se puede demostrar que estos constan de dos subunidades, una más grande que la otra, y siempre es la subunidad más grande la que está unida a la membrana.
117D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Glucógeno del hígado de una Salamandra.
Existen diferencias significativas entre especies en el tamaño y la apariencia del glucógeno. En el hígado de anfibios, ilustrado aquí, las partículas son tan pequeñas y de tamaño uniforme que podrían confundirse fácilmente con partículas de la unidad beta. Sin embargo, en micrografías de mayor aumento, se encuentran agregados como las partículas alfa del hígado de mamíferos, pero formadas por subunidades mucho más pequeñas.
118A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Célula plasmática de médula ósea de coballo.
En la célula plasmática que no concentra su producto en discretos gránulos secretores, el almacenamiento tiene lugar dentro de las cisternas del retículo endoplásmico, que se distienden mucho. En la celula ilustrada aquí, las cisternas distendidas con proteínas forman un sistema laberíntico de espacios intercomunicados, separados por tabiques angostos de citoplasma que contienen mitocondrias y ribosomas libres.
118B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Célula glandular, sección ligeramente oblicua que pasa tangencial a tres cisternas. En cada una de ellos hay largos bucles y espirales que consisten en múltiples ribosomas alineados en la misma molécula de ARN mensajero. La longitud del mensaje y el número de ribosomas que lo traducen están relacionados con el tamaño del polipéptido que se está sintetizando. Se han observado hasta 32 ribosomas en la misma molécula de ARN mensajero en las neuronas (Peters, Palay y Webster, 1976).
119A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Hígado de hamaster tratado durante cuatro días con fenobarbital.
El retículo endoplasmático liso es un orgánulo dinámico que responde a una variedad de estímulos endógenos y exógenos. Remmer y Merker (1963) observaron que la administración de fenobarbital a ratas producía una hipertrofia selectiva del retículo endoplasmático liso en el hígado y un aumento correspondiente en la actividad de varias enzimas microsómicas que participan en el metabolismo de las drogas. Posteriormente se descubrió que otros barbitúricos, insecticidas de hidrocarburos halogenados, carcinógenos y una gran variedad de otros compuestos que se metabolizan en el hígado también son potentes inductores de las enzimas metabolizadoras de fármacos y de la hipertrofia del retículo liso. Esta respuesta adaptativa de las células hepáticas que aumenta su capacidad para metabolizar y eliminar las drogas es la base de la tolerancia a los medicamentos observada en los seres humanos. La micrografía adjunta es del hígado de un hámster que recibió inyecciones de fenobarbital en cuatro días sucesivos. El tratamiento ha resultado en una notable hipertrofia del retículo liso, que ahora ocupa casi todo el espacio disponible en el citoplasma. Aunque esta es la única respuesta morfológica obvia de la célula hepática, la síntesis de enzimas metabolizadoras de fármacos adicionales y su incorporación a las membranas recién formadas también implica una síntesis proteica mejorada en el retículo endoplásmico rugoso. Estos hallazgos establecen claramente el metabolismo de compuestos exógenos como una de las principales funciones del retículo endoplásmico en el hígado. Algunas de las mismas oxidasas normalmente están involucradas en el metabolismo de compuestos endógenos solubles en lípidos, como las hormonas esteroides.
119B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Glucógeno en un área de una célula hepática rica en retículo endoplásmatico liso.
El glucógeno en las células hepáticas no está uniformemente distribuido por todo el citoplasma, tiende a concentrarse en áreas de retículo endoplásmico liso. En la micrografía se observan numerosas partículas alfa de glucógeno en los intersticios entre los perfiles de retículo liso.
121A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina (imagen superior).
Técnica de preparación de la muestra de criofractura (imagen inferior).
Las cisternas que componen el complejo de Golgi son delgadas en sus porciones centrales y dilatadas en su periferia. Las pilas de cisternas suelen ser curvas, de modo que la cara convexa (de formación - CIS) se distingue de la cara cóncava (de maduración o de secreción - TRANS). Cuando el organelo está relativamente inactivo, las cisternas están ininterrumpidas, muy espaciadas y tienden a tener un espesor uniforme en toda la pila. En las células secretoras activas, los perfiles de las cisternas son más cortos, a menudo fenestrados, y muestran un aumento progresivo en el ancho desde la cara CIS a la TRANS. La figura superior es un ejemplo de un complejo de Golgi relativamente inactivo de una espermátida tardía después de completar la formación del acrosoma.
La figura inferior presenta la apariencia de un Golgi algo más activo. Las fracturas transversales de las porciones periféricas expandidas de las cisternas están indicadas por flechas. Algunas cisternas se muestran de frente y muestran un patrón regular de fenestraciones circulares y zonas adelgazadas que pueden representar etapas formativas de nuevas fenestraciones.
121B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Aparato de Golgi de epidídimo de ratón.
Cuando los tejidos epiteliales son sometidos a impregnación prolongada con osmio, como en algunos de los procedimientos clásicos de tinción para la demostración del aparato de Golgi, las micrografías electrónicas muestran una deposición selectiva de osmio sobre o en los perfiles más externos en la cara CIS de cada pila de cisternas. Las cisternas más cortas cerca de la cara TRANS o en maduración del orgánulo no se convierten en sitios de deposición de osmio, incluso después de largos períodos de exposición al osmio. La base química de esta reacción no se comprende, pero su reproducibilidad y su selectividad para los elementos más externos es indicativa de una polaridad citoquímica y funcional dentro de las acumulaciones de cisternas de Golgi.
121C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Complejo de Golgi de células de “nuerse” de testículo de insecto.
El contenido de las cisternas de Golgi generalmente se extrae en el transcurso de la preparación de muestras para microscopía electrónica, pero en material favorable se puede conservar. Bajo estas condiciones, hay un gradiente obvio en el contenido de las cisternas desde la cara CIS a la cara TRANS del organelo. En la micrografía adjunta, la cisterna exterior fenestrada aparece relativamente vacía, pero hay un aumento progresivo en la densidad de las cisternas sucesivas, y las que están cerca de la cara interna son excesivamente densas. Esta observación es consistente con la interpretación de que el producto celular se concentra y modifica en su paso a través del aparato de Golgi.
122A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Cuando se tiñe mediante el método histoquímico para detectar la tiamina pirofosfatasa, el producto de reacción se localiza en las cisternas más TRANS y las vesículas asociadas en la cara de maduración del complejo de Golgi.
122B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Las células del epidídimo de mamífero tienen un aparato de Golgi excepcionalmente grande. Los gránulos grandes y densos en la micrografía acompañante se identifican como lisosomas por su reacción histoquímica para la fosfatasa ácida. Los numerosos pequeños perfiles circulares en el citoplasma circundante son secciones de un extenso retículo endoplasmático escasamente disperso.
123A- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Célula de corteza suprarrenal.
En este tipo celular los lisosomas se encuentran agrupados en la región de Golgi. En estos, la membrana limitante, que es una de sus características definitorias, es claramente visible. A menudo se encuentra muy cerca a contenidos de densidad similar y, por lo tanto, es difícil de resolver.
123B- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Epitelio de la porción proximal del epidídimo de conejo.
Ciertos segmentos del epitelio epididimal normalmente tienen un gran número de lisosomas densos y esféricos concentrados en la región supranuclear de las células columnares. Otros segmentos se caracterizan por numerosos cuerpos multivesiculares en el citoplasma apical.
123C- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Células de Sértoli de testículo de chinchilla.
Los lisosomas de estas células participan activamente en la heterofagia, los mismos son muy heterogéneos, exhiben un amplio espectro de lisosomas primarios, vacuolas heterofágicas, cuerpos residuales y pigmento de lipofuscina. La célula de Sértoli del epitelio seminífero degrada el citoplasma residual de las espermátidas que quedan en la liberación de los espermatozoides. Las micrografías muestran la región basal de las células de Sértoli pudiéndose apreciar la típica apariencia de los lisosomas primarios y los cuerpos residuales.
123D- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Glándula parótida de Gerbillo.
Los gránulos secretorios de algunas glándulas presentan una médula densa y una zona cortical más pálida.
La continuidad (en la flecha blanca) entre la cisterna de Golgi más interna y la más pequeña de las dos vacuolas de condensación favorece la interpretación de que estas estructuras surgen del Golgi. La asociación de dos vesículas de transporte con la membrana limitante de la vacuola de condensación más grande (en las flechas negras) sugiere que el producto secretor del retículo endoplásmico se puede agregar sin tránsito a través de las cisternas del Golgi. La zonación caracterıstica de los gránulos secretores maduros se ve ensombrecida por una ligera diferencia de densidad entre la zona exterior y el interior de la vacuola condensante.
1001- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Corte transversal de epitelio monoestratificado cilíndrico que reviste la luz (Lu) del intestino, observado en el microscopio electrónico de transmisión. Note que el epitelio está constituido por dos tipos celulares: células absorbentes (claras) y células secretoras o caliciformes (MD, oscuras). Observe: a) la presencia de microvellosidades en la superficie apical de las células absorbentes; b) las superficies laterales de las células epiteliales adyacentes, con numerosas interdigitaciones (*) y desmosomas (flechas); c) el aspecto ultraestructural de las células y la distribución de los organelos (N= núcleo; M= mitocondria; L= gotas lipídicas); d) gotas de secreción mucosa en la célula caliciforme. Note que el epitelio descansa sobre una membrana basal (BM) que lo separa del tejido conjuntivo subyacente. En él se observan capilares (Cp y Cp’) y fibras nerviosas (NF) los que respectivamente nutren e inervan el epitelio, sin penetrar en él. Co: fibras de colágeno; SM: células mioides; F: fibrocito. (Aumento: 7500X).
1002- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Muestra un corte transversal de epitelio seudoestratificado cilíndrico cilíado que reviste la tráquea. Note la distribución alternada de los núcleos de células epiteliales adyacentes que dan a este epitelio un falso aspecto estratificado. Observe en la superficie apical la presencia de cilias, las cuales aparecen cortadas en forma longitudinal (C) u oblicua (C’). En el inset se observan, cilias de corte perfectamente transversal. En este corte es posible analizar la estructura interna, altamente organizada de las cilias, compuesta por 9 pares de dobletes de microtúbulos periféricos, un par de microtúbulos centrales y estructuras proteicas asociadas (brazos de dineina, brazos radiales, puentes de nexina, vaina interna). Debajo del epitelio se observa la membrana basal (MB) y el tejido conjuntivo subyacente. F= fibrocito; Co= fibras de colágeno; El= fibras elásticas. Aumento: 13000X; inset: 97000X.
1003- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Muestra la capa celular basal de la epidermis. Esta capa celular denominada stratum germinativum es la encargada de proporcionar las células para la renovación de las capas superficiales de la piel. Estas células descansan, al igual que en otros epitelios, sobre una lámina de tejido conjuntivo (TC) del que esta separado por una membrana basal (MB). En el caso de la epidermis ese TC se denomina dermis y contiene una alta proporción de fibras de colágeno (Co). Las células epiteliales del estrato germinativo presentan forma alargada, núcleos con predominio de eucromatina, y están cargados de tonofilamentos (T’). La coherencia de la capa epidérmica esta asegurada por numerosos desmosomas (D). En la capa basal de la epidermis se observan también melanocitos o células pigmentarias (PC), que contienen gránulos de pigmento (PG). Estas células tienen un origen embriológico diferente al de la epidermis (cresta neural). Aumento: 9000X.
1004- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Muestra el aspecto ultraestructural de las células acinosas de secreción exócrina del páncreas. Note el gran desarrollo de los organelos citoplásmicos, en particular el retículo endoplásmico rugoso (ER) y del aparato de Golgi (G), y la abundancia de vesículas de secreción o gránulos de zimógeno (Z). Observe la distribución polarizada de los organelos en estás células. El núcleo celular es altamente eucromático y presenta un nucléolo desarrollado. En el círculo se observa, un detalle del ER, con numerosos ribosomas (R), que son responsables de la intensa basofilia que caracteriza las preparaciones ópticas de este tejido. Aumento: 13500X; inset 62000X.
1005- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Muestra los rasgos ultraestructurales de las células de secreción endócrina del páncreas (Islotes de Langerhans). En los islotes es posible observar células con rasgos ultraestructurales diferentes, que se vinculan con funciones diferentes. La célula (1), es una célula beta, productora de insulina. La célula (2) es de tipo alfa, productora de glucagón, y se caracteriza por presentar vesículas de secreción con gránulos densos (SD). En la foto es posible observar dos porciones de células acinosas de secreción exócrina (oscuras) con su característico retículo endoplásmico rugoso altamente desarrollado (ER). Note la marcada diferencia existente entre estás células y las de secreción endócrina. En la micrografía se observa la estrecha relación de las células endócrinas y un capilar sanguíneo (Cp), hacia donde estás células vierten su producto de secreción. Aumento: 10500X.
1006- Microscopía electrónica de transmisión.
Lámina de tejido conjuntivo, sobre la que descansa una de tejido epitelial (EP). Ambos tejidos están separados por una membrana basal delgada y amorfa (BM). En el centro del campo se observa un fibroblasto maduro o fibrocito, que ya ha completado su actividad de síntesis y secreción de matriz extracelular. Rodeando al fibrocito se observan numerosas fibras de colágeno, cuya estructura periódica característica se muestra en el cuadro de mayor magnificación. A la izquierda del campo se observa se observa una arteriola precapilar (Ar), formada por células endoteliales (En) y células musculares lisas (SM).
1007 - Microscopía electrónica de transmisión.
Osteoblasto en vías de maduración, presentando rasgos citológicos de actividad fisiológica, tales como: núcleo (N) con alto contenido de eucromatina, cisternas del retículo endoplásmico rugoso (ER) desarrolladas y con su luz extendida por acumulación de productos de secreción y mitocondrias (M) prominentes. Note que estás células presentan numerosas prolongaciones citoplasmáticas (señaladas con flechas), por medio de las cuales se comunica con células vecinas. La matriz osteoide presenta una densa trama de fibras de colágeno (Co) y está mineralizada en algunos sectores (X).
1010A - Microscopía electrónica de barrido.
Tejido adiposo pardo (BAT, Brown Adipose Tissue) y tejido adiposo blanco (WAT, White Adipose Tissue).
1010B - Microscopía fotónica de campo claro de tejido adiposo pardo (izquierda) y tejido adiposo blanco (derecha).
El tejido adiposo es un tejido conjuntivo especializado en el almacenamiento de lípidos. Hay dos tipos de tejido adiposo: tejido adiposo blanco (cuyos adipocitos presentan una gran gota de lípidos que ocupa prácticamente todo el citoplasma, y desplaza al núcleo hacia la periferia celular), y el tejido adiposo pardo (formado por adipocitos que contienen, no una, sino numerosas gotas de lípidos en su citoplasma).
1011A - Microscopía electrónica de transmisión con técnica de preparación de la muestra de rutina.
Se observan fibras oxitalánicas en corte transversal. Estas fibras están formadas exclusivamente por Fibrilina I y Fibrilina II (de menor diámetro). También se observan fibras de colágeno en corte transversal (de mayor diámetro).
1011B - Microscopía electrónica de transmisión con técnica de preparación de la muestra de rutina.
Se observan dos fibras elaunínicas en corte transversal, las cuales se encuentran en entrantes citoplásmicas del fibroblasto. Estas fibras están constituidas por material amorfo (elastina) poco abundante y disperso, junto a microfibrillas de fibrilina, de menor tamaño.
1011C - Microscopía electrónica de transmisión con técnica de preparación de la muestra de rutina.
Se observan dos fibras elásticas en corte transversal. Estas fibras están constituidas por abundante material amorfo (elastina) homogéneo, rodeado por haces de microfibrillas de fibrilina. Se observan también fibras de colágeno cortadas en todas direcciones.
1011D - Microscopía electrónica de transmisión con técnica de preparación de la muestra de rutina.
Se observan los tres tipos de fibras del sistema elástico en corte longitudinal. De arriba hacia abajo: fibra oxitalánica (constituida únicamente por fibrilina), fibra elaunínica (constituida por elastina, poco abundante y dispersa, y microfibrillas de fibrilina) y fibra elástica (constituida por abundante elastina, rodeada de microfibrillas de fibrilina).
E05- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Imágenes de un corte longitudinal de músculo cardíaco. Arriba: imagen de músculo en reposo (diástole). Abajo: imagen de músculo contraído (sístole).
Con las letras A, I, H y Z se indican las distintas regiones del sarcómero. Identifique cuáles de estas regiones reducen su longitud como consecuencia de la contracción muscular. Con la letra M se indican las mitocondrias.
E06- Microscopía electrónica de transmisión.
Técnica de preparación de la muestra de rutina.
Sección transversal de músculo traqueal de cerdo.
(A) El citosol está ocupado mayoritariamente por miofibrillas. Se identifican núcleos, mitocondrias, retículo sarcoplásmico y Golgi. Las células están conectadas por desmosomas y uniones comunicantes ( gap). Barra: 1um.
(B) Detalle del panel A donde se observa un grupo de mitocondrias (M), Golgi (G), y retículo endoplásmico rugoso. Barra: 200nm.
(C) Detalle en donde se muestra una disposición frecuente del retículo sarcoplásmico (puntas de flechas) y caveolas (flechas). La hoja del RS se extiende hacia el citoplasma y probablemente forma asociaciones estrechas con mitocondrias que se hallan en regiones más profundas del citoplasma (ver panel A).
(D) Un desmosoma (círculo pequeño) y un hemidesmosoma (círculo grande).
(E) Una unión comunicante (gap).
(F) Estrecho espacio de unión formado por el RS superficial y la membrana plasmática (puntas de flecha). El retículo también forma uniones con una mitocondria (M). Se señalan con flechas caveolas en una célula vecina.
(G) Otro tipo de disposición del retículo con la membrana. Una cisterna profunda (puntas de flecha) desde la membrana superficial entre las caveolas (flechas) hacia el citoplasma profundo.
C1 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Filamentos de actina del turbelario (planaria) Archimonotresis sp. marcados con faloidina conjugada a Alexa Fluor 488 (verde).
El marcado de los microfilamentos revela la presencia de una red muscular en dirección longitudinal, circular y diagonal. El gran anillo fluorescente desde el cual irradian fibras musculares corresponde a la faringe, y el pequeño anillo ubicado en la región posterior a una estructura del sistema reproductor.
C2 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Corte histológico de intestino de ratón.
La fibronectina, molécula de matriz extracelular, se marcó con un anticuerpo específico en asociación con un anticuerpo secundario conjugado con Alexa Fluor 488 (verde). Los filamentos de actina, predominantes en el borde del cepillo (cara apical de las células), se marcaron con faloidina conjugada a Alexa Fluor 568 (rojo). Los núcleos se marcaron con DAPI (azul).
C3 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Visualización simultánea de actina globular y filamentosa en células endoteliales de arteria pulmonar bovina.
Los filamentos de actina se marcaron con faloidina conjugada a Oregon Green 488 (verde). La actina globular, marcada usando desoxirribonucleasa I conjugada a Texas Red (rojo), se observa como una red difusa más densa en la región nuclear.
C4 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Filamentos de actina en un fibroblasto cardíaco de pollo, marcados con faloidina conjugada con rodamina. Se pueden discriminar regiones con una distribución diferencial de este elemento del citoesqueleto: fibras de estrés (sf), lamelipodio (lam), filipodios o microspículas (fil/ms), red de actina (am), arco dorsal (arc).
C5 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Célula endotelial pulmonar bovina.
Inmunodetección de microtúbulos (amarillo, se utilizaron anticuerpos primarios anti-tubulina y anticuerpos secundarios conjugados a Alexa 430).
C6 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Célula endotelial pulmonar bovina.
Se marcan los filamentos de actina en rojo y en verde los microtúbulos. El ADN se tiñó con DAPI. Observe la diferente distribución de los dos elementos del citoesqueleto.
C7 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Célula endotelial pulmonar bovina.
Se marcan los filamentos intermedios con un anticuerpo anti-desmina revelado con el anticuerpo secundario conjugado a Alexa Fluor 647 (magenta). Además, se marcó la biotina endógena de las mitocondrias mediante el uso de estreptavidina conjugada a Alexa Fluor 488 (rojo). El ADN se tiñó con DAPI (celeste).
C9 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Célula endotelial pulmonar bovina. Las mitocondrias (en fucsia) fueron marcadas mediante incubación de las células vivas con el colorante fluorescente MitoTracker. Tras la fijación de las células, se detectaron los microtúbulos (en azul) mediante inmunofluorescencia utilizando un anticuerpo anti β-tubulina. El ADN (en verde) se tiñó con SYTOX Green.
Memb1 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Marcado selectivo del aparato de Golgi usando un marcador fluorescente específico "BODIPY FL ceramide", que se acumula en la red trans-Golgi y fluoresce en amarillo.
Mi1 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Células endoteliales de arteria pulmonar bovina en las que las mitocondrias (en rojo) fueron marcadas in vivo con el marcador fluorescente MitoTracker. Posteriormente, las células fueron fijadas, los filamentos de actina marcados con falaoidina conjugada a un fluoróforo (verde), y el ADN con DAPI (celeste).
Mi4 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Célula endotelial pulmonar bovina.
Se detectó la α-tubulina (en fucsia) mediante inmunofluorescencia. Además, se revelaron las mitocondrias (en verde) mediante el marcado de la biotina endógena con estreptavidina conjugada a Alexa Fluor 488. El ADN se tiñó con DAPI (celeste).
M2 - Micrografías de fluorescencia mostrando células pulmonares de renacuajo en cultivo en diferentes etapas del ciclo celular. El ADN fue coloreado con Hoestch (en azul) y los microtúbulos (en verde) detectados mediante inmunofluorescencia indirecta, usando un anticuerpo primario anti-tubulina y un anticuerpo secundario conjugado a fluoresceína.
Durante la interfase el centrosoma organiza el arreglo de microtúbulos. Al momento de la profase temprana el único centrosoma presente en la célula contiene dos pares de centríolos. En la profase tardía, el centrosoma se duplica, y cada centrosoma se desplaza hacia polos opuestos de la célula. Es en esta etapa que comienza la condensación de la cromatina. Durante la prometafase la envoltura nuclear se desensambla permitiendo que los microtúbulos del huso interactuen con los cromosomas. En la metafase el huso mitótico es claramente visible y los cromosomas se alinean en la placa metafásica. En la siguiente etapa, la anafase temprana, las cromátidas hermanas se separan y se desplazan hacia los polos en un movimiento mediado por los microtúbulos. En la anafase tardía los polos del huso mitótico se alejan entre sí, lo que aumenta la separación entre los dos grupos de cromosomas. Durante la telofase los núcleos de las células hijas se reorganizan y la citocinesis casi se completa.
Memb5 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Células endoteliales incubadas simultáneamente con MitoFluor para marcar mitocondrias (en rojo) y LysoTracker para marcar lisosomas (en verde). El ADN (en azul) se marcó con Hoestch.
Memb6 - Microscopía fotónica de fluorescencia.
Células epiteliales en cultivo en diferentes etapas del ciclo celular.
Los microtúbulos fueron marcados con un anticuerpo específico revelado con un anticuerpo secundario conjugado a rodamina (rojo). El aparato de Golgi fue marcado con un anticuerpo específico anti-golgina, posteriormente detectado con un anticuerpo secundario conjugado con fluoresceína (verde). Los núcleos se observan en azul, marcado con DAPI.
Eo8 A - Microscopía electrónica de transmisión.
Sinapsis neuromuscular. Se observa en la parte superior de la figura la terminal presináptica, y en la parte inferior la célula muscular estriada. Ambas estructuras se encuentran separadas por la hendidura sináptica que contiene una lámina basal electrón densa. Observe la organización con pliegues de la membrana de la célula muscular a nivel de la sinapsis. Dentro de la terminal presináptica se observan vesículas conteniendo neurotransmisores, que se concentran en dos regiones de la terminal denominadas zonas activas (indicadas con las flechas). Dichas zonas activas se encuentran enfrentadas con los pliegues (surcos) de la membrana postsináptica.
Eo8 B - Microscopía electrónica de transmisión.
Sinapsis neuromuscular en una célula muscular lisa (sm). La imagen muestra el acumulo de tres variscosidades (v, dilataciones terminales del axón) formando placas neuromusculares sobre la célula muscular de la arteria mesentérica de una rata. Observe la presencia de vesículas sinápticas y mitocondrias en las variscosidades.
Eo8 C - Microscopía electrónica de transmisión con técnica de criofractura.
Sinapsis neuromuscular. Se observan, en la cara P, depresiones correspondientes a las vesículas sinápticas que se encuentran fusionadas con la membrana presináptica, realizando exocitosis. Además, se aprecian las partículas intramembranosas de la terminal alineadas en dos hileras, correponidentes a la zona activa de la sinapsis.
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